Atriplex Canescens: Un Nuevo Huésped Para Cistanche Deserticola

Contacto:tina.xiang@wecistanche.com

Fangming Wang a, Bingyu Zhuo b, Shuai Wang c, Jin Lou c, Yuan Zhang b, Qingliang Chen a, Ziyi Shi a, Yuelin Song b, Pengfei Tu a,*

a State Key Laboratory of Natural and Biomimetic Drugs and Department of Natural Medicines, School of Pharmaceutical Sciences, Peking University Health Science Center, Beijing, 100191, China

b Escuela de Materia Médica China, Universidad de Medicina China de Beijing, Beijing, 102488, China

c Fundación Quheng, Asia Sci-Tech Center, 4760 Jiangnan Avenue, Binjiang, Hangzhou, Zhejiang, 310053, China

A B S T R A C T

Cistanche deserticolase ha utilizado históricamente en la medicina tradicional china para complementar la función renal (yang), beneficiando la sangre y la esencia, y humedeciendo los intestinos para evacuar las heces. Su anfitrión. Haloxylon ammodendron es una importante planta pionera utilizada para cortavientos y fijación de dunas de arena, que son estrategias utilizadas para el control de la desertificación. Durante mucho tiempo se ha considerado que C.deserticola solo puede parasitar a H. ammodendron. En este estudio, se llevaron a cabo experimentos de identificación morfológica, identificación de código de barras de genes y inoculación, finalmente encontramos queC. deserticolatambién puede parasitar a Atriplex canescens. A.canescens es una especie de Chenopodiaceae con un amplio rango de adaptabilidad. En comparación con H. ammodendron, tiene más biomasa y un rango más amplio de adaptabilidad ecológica, lo que la hace más adecuada para la producción industrial de C. deserticola. Además, también encontramos que la concentración de componentes activos fue mayor en C. deserticola parasitada sobre A. canescens que en aquellas parasitadas sobre H. ammodendron; este hallazgo sugiere además que la aplicación de C. deserticola a mayor escala justifica una mayor exploración.

Palabras clave: Cistanche deserticola Parasitismo Identificación basada en código de barras de ADN Medicina tradicional china Cistanche salsa

1. Introducción

El uso de Cistanche en la medicina tradicional china se registró por primera vez en la Escritura de hierbas de Shennong, por sus efectos de tonificar el yang de los riñones, aumentar la esencia de la sangre y humedecer los intestinos para facilitar el paso de las heces. También se ha registrado en obras de medicina herbaria antigua como 'ginseng del desierto'. Los tallos secos y carnosos y las hojas escamosas deCistanche deserticolaYC Ma y Cistanche tubulosa (Schenk) Wight han sido las primeras articulaciones descritas en 2005 en la Farmacopea China. Cistanche se cultiva principalmente en Xingjiang, Mongolia Interior y Gansu de China y, a nivel mundial, se encuentra en áreas áridas y semiáridas en toda la península ibérica europea, el norte de África, Arabia, Irán, Afganistán, Pakistán, el norte de la India, Mongolia, etc. Alabama. [1]. Es resistente a condiciones ambientales adversas, como climas extremadamente áridos, variaciones severas de temperatura y suelos empobrecidos [2]. Según el Índice taxonómico de plantas superiores chinas, hay seis especies de Cistanche en China. Sin embargo, un estudio posterior confirmó la existencia de solo cuatro especies y una variante de Cistanche, a saber,C. deserticolaYC Ma, C. tubulosa (Schenk)R. Wight, C. salsa(CAMey.)G.Beck, C.sinensis G.Beck y C. salsa var. albiflora PF Tu et al,[3].

C. deserticolase considera la única fuente tradicional de Cistanche y tiene una larga historia de uso en medicina, desde la dinastía Han del Este (25 d.C.-220 d.C.)[4]. En el Compendio de Materia Médica (escrito por Li Shizhen. Dinastía Ming), se documentó que tonifica suavemente el yang (en contraste con otras hierbas que tienen una acción más vigorosa). Se ha aislado una variedad de constituyentes químicos eficaces, incluidos glucósidos feniletanoides, iridoides, lignanos, alditoles, oligosacáridos, polisacáridos y alcaloides.C. deserticolapor métodos fitoquímicos modernos [5]. Los estudios farmacológicos han demostrado que el glucósido de fenetilo es el principal componente activo y se ha informado que mejora la función sexual, ejerce efectos neuroprotectores, mejora el aprendizaje y la memoria, y protege el hígado. También ejerce efectos terapéuticos contra la demencia, la enfermedad de Alzheimer, la enfermedad de Parkinson, la fatiga y los tumores, además de exhibir propiedades antiinflamatorias e inmunomoduladoras [6, 7].

C. deserticolaes una planta parásita obligatoria que vive exclusivamente en las raíces de Haloxylon ammodendron [8]. Un estudio informó que C.deserticola ni siquiera se encuentra en Haloxylon persicum [9]. En los últimos años, se ha prestado cada vez más atención a C. deserticola. ya que no solo es fuente de componentes de valor medicinal sino que también contribuye en gran medida al control de la desertificación [10].H. ammodendron es el único huésped que se ha utilizado en estudios con C. deserticola. En abril de 2017, Wang Shuai, un empleado del Fondo de Bienestar Público de Zhejiang Ouheng, inoculó semillas de C. deserticola en Atriplex canescens en el Jardín Botánico del Desierto de Mingin, provincia de Gansu, y se descubrió que C. deserticola florecía en mayo de 2018 y continuó florecerá hasta mayo de 2019. Sin embargo, las semillas se compraron en el mercado y es dudoso que fueran realmente semillas de C. deserticola. Además, este fenómeno rompe el conocimiento tradicional y necesita ser estudiado más a fondo.

A. canescens es un arbusto perenne C4 originario de los desiertos del suroeste de América y se adapta rápidamente a condiciones de salinidad, metales pesados, sequía y altas temperaturas [11]. Dado que es muy palatable y rico en nutrientes, se utiliza como forraje para la mayoría del ganado y animales grandes [12]. Además, es especialmente útil para el control de la erosión y la recuperación de tierras marginales debido a su excelente adaptabilidad y extenso sistema de raíces. Se introdujo por primera vez en China desde los Estados Unidos de América en 1989 y se ha utilizado ampliamente para la conservación del suelo y el agua, la fijación de arena y la restauración de suelos salinos [13]. Aunque el estudio que reporta el crecimiento dec.deserticolasobre A. canescens anula la comprensión parasitaria exclusiva de C. deserticola, esto podría resultar un hallazgo revolucionario, ya que A. canescens es más adecuado para el crecimiento de C. deserticola porque tiene más biomasa y un rango más amplio de adaptabilidad ecológica en comparación con H. ammodendron.

Para garantizar la precisión del descubrimiento accidental, se llevaron a cabo experimentos de identificación de plantas e inoculación artificial. La identificación tradicional de plantas incluye la evaluación organoléptica (como el tacto, el olfato, la vista y el gusto), el análisis de las características morfológicas (como microscópicas y macroscópicas) y la elaboración de perfiles químicos (como la cromatografía líquida de alta resolución, la cromatografía en capa fina y la cromatografía de gases). cromatografía)[14]. Es relativamente sencillo excluir C. tubulosa y C. sinensis debido a la diferencia de tamaño, color y disposición de los haces vasculares en el tallo. El verdadero desafío es distinguir entre C. deserticola y C. salsa. Según la Flora de China, la longitud de la bráctea de C. salsa es aproximadamente 1/3 de la corola, mientras que es igual en C. deserticola. La sección de los tallos carnosos es similar entre C. deserticola y C. salsa y se compone de epidermis, corteza, haces vasculares y médula. La principal diferencia está en la vaina del haz vascular, ya que es caudada para C. deserticola y triangular o semicircular para C. salsa.

En los últimos años, la tecnología de códigos de barras de ADN se ha utilizado con frecuencia para la identificación de especies. Es un proceso que utiliza una secuencia corta de ADN del genoma estándar, que generalmente se conserva y no se ve afectada por factores externos, como la edad y el tipo de tejido vegetal. Las secuencias candidatas populares para códigos de barras de ADN vegetal son rbcL, matK, psbA-trnH, ITS e ITS2 [15]. Varios estudios han indicado que ITS/ITS2 es la herramienta de identificación más eficaz para las plantas. También se ha sugerido que la región ITS2 debería incorporarse en los códigos de barras centrales debido a su mayor poder discriminatorio que el de los códigos de barras de plástidos. Se ha aceptado que ITS2 podría usarse como un código de barras universal novedoso para la identificación de una amplia gama de taxones de plantas [16, 17, 18, 19, 20, 21]. Aunque muchos estudios han tratado de identificar un código de barras de plantas universal, ninguno de los loci disponibles funciona en todas las especies, por lo que es necesario un método multi-locus para discriminar entre especies de plantas [22,23,24,25,26,27, 28]. En este estudio, ITS2, rbcL, psbA-trnL se utilizaron como códigos de barras.

Además de las técnicas de identificación morfológica y molecular, la evidencia directa proviene de los experimentos de inoculación. Es necesario realizar experimentos de inoculación para demostrar que C. deserticola puede parasitar a A. canescens. Además de la identificación, el control de calidad se convierte en una consideración primordial. Se necesitan más investigaciones para determinar la diferencia entre la calidad de C. deserticola parasitada en la raíz de H. ammodendron y la parasitada en A. canescent.

2. Materiales y métodos

2.1. Materiales vegetales

Cistanche crece en suelos arenosos blandos con salinización leve, generalmente parasita las raíces laterales del huésped de 30-100 cm de profundidad. El clima en el área de cultivo adecuada es árido, menos lluvioso, tiene una gran evaporación, muchas horas de sol y una gran diferencia de temperatura entre el día y la noche. El condado de Minqin y la ciudad de Baiving son los lugares de recolección de estas muestras. Están geográficamente cerca y tienen un clima árido continental templado, con una precipitación anual promedio de 113,2 mm y una humedad relativa anual promedio del 44 por ciento. La información específica y detallada sobre la recolección de muestras se muestra en la Tabla 1. Todas las muestras se congelaron y conservaron a -20 grados en el Laboratorio Estatal Clave de Medicamentos Naturales y Biomiméticos, Beijing, China.

2.2. Tinción y observación de tejidos.

Se obtuvieron muestras frescas y se almacenaron en una solución que constaba de 70 por ciento de etanol, ácido acético glacial y formaldehído en una proporción de 90:5:5 y se deshidrataron usando un gradiente de etanol (75 por ciento, 95 por ciento, 100 por ciento, 100 por ciento) durante 1 h. Las secciones deshidratadas se sometieron a un gradiente de xileno (25 por ciento, 50 por ciento, 75 por ciento, 100 por ciento, 100 por ciento) durante 1 h para obtener secciones transparentes. Las secciones transparentes se sometieron a infiltración de parafina, en la que se añadió un volumen de parafina igual al volumen de xileno al xileno que contenía la muestra, luego se aspiró la mitad de la solución resultante y se añadió de nuevo un volumen igual de parafina. Este proceso se repitió 10 veces y, finalmente, todas las soluciones se aspiraron y se reemplazaron con un volumen igual de parafina; este paso final se repitió dos veces y la solución resultante después de cada paso se incubó durante 1 hora a 75 grados. Después de la infiltración de parafina, las secciones se sometieron a inclusión, en el que las muestras se colocaron en un tanque de hierro que contenía parafina líquida y se agregó rápidamente parafina líquida adicional para llenar todo el tanque y se dejó solidificar. El bloque de cera resultante se recortó y seccionó. Las secciones incrustadas se colocaron en agua tibia, se pescaron, se colocaron en un portaobjetos y se incubaron a 45 grados durante 30 minutos. Las secciones del portaobjetos se desparafinaron sumergiéndolas en serie en xileno al 100 %, xileno al 100 %, xileno al 50 %, xileno al 50 %, etanol al 100 %, etanol al 100 %, etanol al 95 % y etanol al 75 %, y luego se sumergieron en safranina O durante 40 minutos. mín. Esto fue seguido por otra ronda de remojo rápido en serie en etanol al 75 por ciento y etanol al 95 por ciento, y luego los portaobjetos se sumergen en verde rápido durante 1 min. Finalmente, las secciones se sometieron a un último remojo en serie en etanol al 95 por ciento, etanol al 95 por ciento, etanol al 100 por ciento, etanol al 100 por ciento, xileno al 50 por ciento, xileno al 50 por ciento y xileno al 100 por ciento. Después de teñir las secciones, se colocó una gota de pegamento de resina en el portaobjetos y se colocó un cubreobjetos sobre él. Los portaobjetos se dejaron en reposo durante una semana, y las secciones de tejido se observaron utilizando un microscopio óptico Olympus y se tomaron imágenes.

2.3. Extracción de ADN y amplificación por PCR

El ADN genómico total se extrajo de especímenes de flores usando un kit de extracción de ADN genómico de plantas (Solarbio Science & Technology Co., Ltd., Beijing, China) de acuerdo con los protocolos del fabricante. Los cebadores para la amplificación y secuenciación de genes y las condiciones de reacción se muestran en la Tabla 2. Cada amplificación de genes se repitió tres veces para cada muestra.

2.4. Análisis de secuenciación

Para obtener secuencias precisas, los productos PCR finales, después de la purificación con los kits de extracción de gel rápido Transgene, se clonaron por separado en vectores de clonación pEASY-Blunt, de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Después de la clonación, se transformaron en células Trans5a químicamente competentes. Se seleccionaron aleatoriamente tres colonias de cada muestra y se secuenciaron utilizando cebadores M13. Estas colonias se secuenciaron bidireccionalmente mediante secuenciación Sanger, utilizando los kits de secuenciación de ciclo BigDye Terminator V3.1 en los analizadores de ADN ABI Prism 3700. Las secuencias obtenidas se alinearon usando Clustal X (v1.8.7) [29] y se sincronizaron manualmente en BioEdit (v.1.3.0) [30. Utilizando los datos de la secuencia alineada, reconstruimos la filogenia usando el software MEGA 7 usando la unión de vecinos (NJ) método. Se utilizó el modelo Kimura 2-parameter (K2P) y el bootstrap fue de 1000 repeticiones [31].

2.5. Inoculación de C. deserticola

Se agregaron tres gramos de semillas de C. deserticola a las macetas (diámetro × altura × diámetro del fondo=20 cm × 20 cm × 12 cm) que contenían suelo arenoso y se agitaron para asegurar una distribución uniforme. El grupo de control consistió en 3 g de semillas de C. salsa añadidas a macetas similares que contenían suelo arenoso. Finalmente, en cada maceta se sembró A. canescens y las macetas se colocaron al aire libre. Cuando el contenido de humedad del suelo es inferior al 13 por ciento (g/g), se regaron las macetas. El experimento se llevó a cabo en el Parque de Ciencias de la Vida Zhongguancun, Beijing, China (latitud 39 grados 56'N, longitud 116 grados 20'E; 20 m sobre el nivel del mar) de mayo a julio. La temperatura diurna varió entre 16 y 35 grados, la temperatura nocturna entre 12 y 16 grados. La humedad relativa del aire es superior al 50 por ciento. La luz del sol es abundante. Aproximadamente 80 días después, se retiró la tierra de las macetas y se determinó la tasa de inoculación.

2.6. Determinación de la concentración de componentes medicinales.

La determinación de la concentración de componentes medicinales incluye dos partes, una es el procedimiento de cromatografía líquida y la otra es la preparación de la sustancia de referencia y la sustancia de prueba, más detalles son los siguientes:

i). Determinación de echinacósido y verbacósido

Se pesaron el echinacósido y el verbascósido y se añadieron al 50 por ciento de metanol para producir una solución de 0,2 mg/ml, que se usó como solución de referencia. El primero es moler C. deserticola seca hasta convertirla en polvo, luego el polvo se mezcló con 50 ml de metanol al 50 por ciento en un matraz volumétrico marrón de 100 ml y el líquido de prueba se obtuvo después de someter la mezcla a agitación, remojo, sonicación, reposo. y filtración. La columna cromatográfica era una columna Agilent ZORBAX SB-C18 (4,6 mm × 150 mm, 5 um), con metanol (A) -0, solución de ácido fórmico al 1 por ciento (B) como fase móvil, elución en gradiente ({{14} } min, 26,5 por ciento de A;17-20 min, 26,5 por ciento →29,5 por ciento de A; 20-27 min, 29,5 por ciento de A), el caudal fue de 1,0 ml/min, la temperatura de la columna fue de 35 °C, la longitud de onda de detección fue de 330 nm, el volumen de inyección fue de 10 ul.

ii). Determinación de betaína, manitol, fructosa, glucosa y sacarosa

Betaína, manitol, fructosa, glucosa y sacarosa se pesaron con precisión y se agregaron al agua para hacer una solución de {{0}}.25 mg/ml, que se usó como solución de referencia. Se mezclaron cinco mililitros de la solución de prueba Cistanche mencionada anteriormente con metanol al 50 por ciento en un matraz volumétrico de 25 ml, se agitó bien y se filtró con una membrana microporosa de 0,2 um. La columna cromatográfica fue SHODEXASHAIPAK NH2P-50 4E columna de gel polimerizado （250 mm × 4.6 mm, 5μm）, la fase móvil estaba parasitada sobre A. canescens, encontramos que tenía una vaina del haz vascular en forma de caudado, asemejándose a la de C. deserticola (Figura 2).

acetonitrilo-agua (77:23), la velocidad de flujo fue 0.7 ml/min, la temperatura de la columna fue de 25 grados, utilizando el detector de dispersión de luz evaporativa (ELSD), la temperatura del tubo de deriva fue de 100 grados, el portador el caudal de gas fue de 3 l/min, el volumen de inyección de la sustancia de referencia y la muestra fueron de 5 ul.

3. Resultados

3.1. Identificación morfológica de las flores.

Para confirmar la especie de Cistanche que parasita a A. canescens, se realizó un análisis morfológico de ejemplares de flores (Figura 1 y Figura S1). La morfología general de las flores de la planta parásita fue similar a la de C. deserticola. Además, la corola era más gruesa que la de C. salsa en diferentes hospedantes.

Según Flora of China, C. deserticola y C. salsa tienen diferencias obvias en la bráctea de las flores. En C. deserticola, las brácteas son inferiores a la corola, mientras que la bráctea de C. salsa es 1/3 del largo de la corola. Según nuestro análisis estadístico, las brácteas de Cistanche parasitaron a A. canescens y las de C. deserticola subequivalieron a la corola (Figura S2). Cistanche en A. canescens exhibió características morfológicas de C. deserticola, lo que sugiere que C. deserticola puede ser el parásito de A. canescens.

3.2. Identificación microscópica de especímenes de tejido teñidos

La sección del tallo carnoso de C. deserticola es muy similar a la de C. salsa, y ambos están compuestos por epidermis, corteza, haz vascular y médula. Los haces vasculares de ambas plantas están dispuestos en anillos ondulados u ondulados profundos, y las médulas son evidentemente visibles. La principal diferencia radica en la forma lateral de la vaina del haz vascular; es caudado en C. deserticola y triangular o semicircular en C. salsa. Al realizar un análisis de microestructura en el Cistanche

3.3. identificación molecular

Además de la identificación morfológica, también llevamos a cabo una identificación molecular y seleccionamos tres fragmentos de genes, a saber, ITS2, rbcL y psbA-trnL. Se construyó un árbol evolutivo usando la información de secuencia de cada fragmento (Figura 3), y los tres árboles filogenéticos mostraron que Cistanche parasitado en A.canescens tenía una estrecha relación filogenética con C. deserticola. Estos resultados indican que C. deserticola puede ser el parásito de A. canescens.

Se observaron divergencias genéticas detalladas entre las diferentes especies de Cistanche tras la alineación de secuencias múltiples (Figura 4). Encontramos tres polimorfismos de un solo nucleótido (SNP) en el cuerpo del gen ITS2 entre C. deserticola y C. salsa, en las bases 139, 295 y 472. En el cuerpo del gen rbcL, hubo cuatro divergencias de genes entre C. deserticola y C. salsa, que contiene dos SNP y dos inserciones y mutaciones de eliminación (indel). En comparación con ITS2 y rbL, las diferencias en el cuerpo del gen psbA-trnL entre C. deserticola y C. salsa fueron más obvias, con siete secuencias divergentes, donde cuatro eran SNP y tres eran mutaciones InDel. En particular, podría usarse una serie de repeticiones de timina, comenzando en la base 414 de la secuencia alineada, para desarrollar marcadores de repetición de secuencia simple (SSR) para distinguir C. deserticola y C. salsa.

3.4. Inoculación de C. deserticola

Para probar si C. deserticola o C. salsa podían parasitar a A. canescens, se llevó a cabo un experimento de inoculación y encontramos evidencia de parasitismo en todas las macetas inoculadas con C. deserticola con una tasa de inoculación de casi el 100 por ciento (Figura 5). No se observó parasitismo en los grupos de control. Este resultado prueba directamente que C. deserticola parasitó fácilmente a A. canescens, mientras que C. salsa no pudo.

3.5. Determinación de la concentración de componentes medicinales significativos

Estimamos la concentración de importantes componentes medicinales en C.deserticola parasitada sobre A. canescens. El cromatograma específico se muestra en el material complementario. Para obtener resultados precisos, se establecieron cuatro experimentos independientes. Con base en nuestras mediciones (Tabla 3), encontramos que la concentración de verbascósido y equinacósido era 20 veces más alta que la reportada en la Farmacopea China (según la Farmacopea China, el porcentaje de la suma de las concentraciones de equinacósido y el verbascósido en C. deserticola debe ser inferior al 0,30 por ciento). Las concentraciones también fueron significativamente más altas que las de C. deserticola parasitada en H. ammodendron (generalmente 0,2-1,5 por ciento)[32]. La concentración de manitol, betaína, fructosa y otros componentes de carbohidratos también fue muy alta, y la calidad general fue mejor que la de C. deserticola parasitada en H. ammodendron. Por lo tanto, estos resultados indican que A. canescens se puede utilizar para cultivar C. deserticola a nivel industrial y proteger los recursos silvestres en peligro de extinción.

4. Discusión

Previamente, se ha considerado que C. deserticola parasita exclusivamente a H. ammodendron. Sin embargo, en este estudio, utilizando técnicas de identificación morfológica y molecular, demostramos que C. deserticola también puede parasitar a A. canescens. Aunque H. ammodendron, A. canescens y H. persicum pertenecen a la familia Chenopodiaceae, es interesante y peculiar que C. deserticola tenga selectividad de especie, posiblemente gobernada por las moléculas de señalización secretadas por el huésped. A. canescens, originaria de los Estados Unidos de América, exhibe una fuerte resistencia a las perturbaciones ambientales y tiene una biomasa relativamente grande. A. canescens es un huésped viable de C. deserticola por diversas razones. En primer lugar, puede sobrevivir en una amplia gama de condiciones ambientales. En segundo lugar, la biomasa y la tasa de crecimiento de C. deserticola pueden ser mayores y más rápidas, respectivamente, en A. canescens que en H. ammodendron. En tercer lugar, debido al amplio rango de adaptabilidad de A. canescens, el área de plantación se puede ampliar aún más. Por lo tanto, A. canescens tiene ventajas distintivas sobre H. ammodendron como huésped y ayudará a la producción industrial de C. deserticola. C. deserticola y C. salsa son difíciles de distinguir, y la identificación morfológica en el pasado ha producido resultados confusos. Con los avances en el campo de la biología molecular, las técnicas de identificación basadas en moléculas se han utilizado ampliamente en la medicina herbaria china. Dado que la mayoría de las hierbas medicinales chinas ofrecen poca información genómica, la tecnología de códigos de barras de ADN se ha convertido en una técnica de identificación revolucionaria. En este estudio, se aplicó exhaustivamente la tecnología de códigos de barras morfológicos y de ADN para identificar las especies desconocidas de Cistanche; esto no se ha intentado antes, y nuestros resultados demuestran que este enfoque es factible. Dado que C. deserticola parasita a A. canescens, es importante determinar las diferencias en la calidad de C. deserticola en las raíces de A. canescens y en las raíces de H. ammodendron. De acuerdo con nuestros resultados, la concentración de componentes activos fue mayor en C. deserticola parasitada sobre A. canescens que en la parasitada sobre H. ammodendron. Por lo tanto, nuestros resultados sientan una base teórica sólida para la producción a gran escala de C. deserticola parasitada en A. canescens.

5. Conclusiones

Durante mucho tiempo se ha considerado que C. deserticola parasita exclusivamente a H. ammodendron. Previamente, se encontró que las semillas de C. deserticola compradas en el mercado pueden parasitar a A. canescens, otra planta de Chenopodiaceae. Utilizando métodos de identificación morfológica y molecular, confirmamos que la especie de Cistanche que parasita a A. canescens es C. deserticola. Este resultado fue confirmado además por el experimento de inoculación. Determinamos la concentración de componentes medicinales significativos, y nuestros resultados sugieren que la concentración y la calidad de los componentes fueron mayores en C. deserticola parasitada en A. canescens que en la parasitada en H. ammodendron. El descubrimiento de nuevos huéspedes puede promover la producción industrial de C. deserticola y también puede proteger eficazmente los recursos silvestres y el entorno ecológico.

Declaraciones

Declaración de contribución del autor

Fangming Wang: concibió y diseñó los experimentos; Realizó los experimentos; analizó e interpretó los datos; escribió el papel.

Bingyu Zhuo, Yuan Zhang, Qingliang Chen, Ziyi Shi y Yuelin Song: realizaron los experimentos.

Shuai Wang y Jin Lou: Contribuyeron con reactivos, materiales, herramientas de análisis o datos.

Pengfei Tu: Concibió y diseñó los experimentos.

Declaración de financiación

Fangming Wang recibió el apoyo del Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (2019YFC1710903).

Dr.Pengfei Tu fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (8177140819).

Declaraciones de disponibilidad de datos

Los datos estarán disponibles a petición.

Declaración de declaración de intereses

Los autores declaran no tener conflicto de intereses.

Referencias

[1] DY Tan, QS Guo, CL Wang, Estudio sobre el status quo de Cistanche deserticola y su explotación y utilización en China, For. recurso Administrar 33 (2004) 29–32. [2] XY Qiao, HL Wang, YH Guo, Estudio sobre las condiciones de germinación de semillas de Cistanche, Zhongguo Zhong Yao Za Zhi 32 (2007) 1848–1850.

[3] PF Tu, YP He, ZC Lou, Una encuesta sobre el origen y la protección de los recursos de Cistanche, Chin. tradición Hierba. Drogas 25 (1994) 205–208.

[4] LD Karalliedde, CT Kappagoda, El desafío de las medicinas tradicionales chinas para los médicos alopáticos, Am. J. Physiol. Circo del corazón. Fisiol. 297 (2009) 1967–1969.

[5] Y. Jiang, PF Tu, Análisis de constituyentes químicos en especies Cistanche, J. Chromatogr. 1216 (2009) 1970–1979.

[6] T. Wang, XY Zhang, WY Xie, Cistanche deserticola YC Ma, "ginseng del desierto": una revisión, Am. J. barbilla. Medicina. 40 (2012) 1123–1141.

[7] Farmacopea NCOC, Farmacopea de la República Popular China, The Chemical Industry Press, Beijing, 2020.

[8] GX Meng, XS Cui, Y. Wu, YH Guo, Efectos de Leveillula saxaouli sobre el crecimiento, la clorofila y los carbohidratos del Haloxylon ammodendron, North. Hortico. 14 (2012) 141–143.

[9] YC Chen, M. Li, MZ Wu, YX Song, Estructura y composición de raíces en dos especies de Haloxylon Bunge, Plant Physiol. J. 49 (2013) 1273–1276.

[10] PF Tu, Y. Jiang, YH Guo, YZ Tian, ​​et al., Desarrollo de la industria ecológica de Cistanches herba para promover la civilización ecológica de la región desértica occidental, Mod. Barbilla. Medicina. 4 (2015) 297–301.

[11] SC Sanderson, HC Stutz, Altos números de cromosomas en el desierto de Mojave y Sonora Atriplex canescens (Chenopodiaceae), Am. J.Bot. 81 (1994) 1045–1053.

[12] JL Peterson, DN Ueckert, RL Potter, JE Huston, Variación ecotípica en poblaciones seleccionadas de arbustos salados de cuatro alas en el oeste de Texas, J. Range Manag. 40 (1987) 361–366.

[13] DS Kong, Características morfológicas y adaptabilidad ecofisiológica de Atriplex canescens una revisión, Chin. J. Ecol. 32 (2013) 210–216.

[14] MA Bashir, MS Faezah, SSO Mohd, W. Alina, Revisión: códigos de barras de ADN y huellas dactilares de cromatografía para la autenticación de ingredientes botánicos en productos medicinales a base de hierbas. evidente Complemento Basado, Alterno. Medicina. 2017 (2017) 1–28.

[15] XW Li, Y. Yang, et al., Código de barras de ADN vegetal: del gen al genoma, Biol. Rev. 90 (2015) 157–166.

[16] SL Chen, H. Yao, JP Han, et al., Validación de la región ITS2 como código de barras de ADN novedoso para identificar especies de plantas medicinales, PloS One 5 (2010), e8613.

[17] K. Luo, SL Chen, KL Chen, et al., Evaluación de códigos de barras de ADN de plantas candidatas utilizando la familia Rutaceae, Sci. Ciencias de la vida de China. 53 (2010) 701–708.

[18] T. Gao, H. Yao, JY Song, et al., Identificación de plantas medicinales en la familia Fabaceae usando un código de barras de ADN potencial ITS2, J. Ethnopharmacol. 130 (2010) 116–121.

[19] T. Gao, H. Yao, JY Song, et al., Evaluación de la viabilidad del uso de códigos de barras de ADN candidatos para discriminar especies de la gran familia Asteraceae, BMC Evol. Biol. 10 (2010) 324.

[20] XH Pang, JY Song, YJ Zhu, et al., Uso de códigos de barras de ADN para identificar especies dentro de Euphorbiaceae, Planta Med. 76 (2010) 1784–1786.

[21] XH Pang, JY Song, YJ Zhu, et al., Aplicación de códigos de barras de ADN de plantas para la identificación de especies de Rosaceae, Cladistics 27 (2011) 165–170.

[22] PD Hebert, EH Penton, JM Burns, DH Janzen, W. Hallwachs, Diez especies en una: el código de barras del ADN revela especies crípticas en la fulguración de la mariposa patrón neotropical Astraptes, Proc. nacional Academia ciencia EE. UU. 101 (2004) 14812–14817.

[23] MW Chase, RS Cowan, et al., Una propuesta para un protocolo estandarizado para codificar en barras todas las plantas terrestres, Taxon 56 (2007) 295–299.

[24] WJ Kress, DL Erickson, Un código de barras de ADN global de dos locus para plantas terrestres: el gen rbcL codificante complementa la región espaciadora trnH-psbA no codificante, PloS One 2 (2007) e508.

[25] DL Erickson, J. Spouge, A. Resch, et al., Código de barras de ADN en plantas terrestres: desarrollo de estándares para cuantificar el éxito máximo, Taxon 57 (2008) 1304–1316. [26] NC Kane, Q. Cronk, Botánica sin fronteras: código de barras en foco, Mol. Ecol. 17 (2008) 5175–5176.

[27] R. Lahaye, M. van der Bank, D. Bogarin, et al., Código de barras de ADN de las floras de los puntos críticos de biodiversidad, Proc. nacional Academia ciencia EE. UU. 105 (2008) 2923–2928.

[28] N. Kane, S. Sveinsson, H. Dempewolf, et al., Ultra-código de barras en cacao (Theobroma spp.; Malvaceae) utilizando genomas de cloroplastos completos y ADN ribosomal nuclear, Am. J.Bot. 99 (2012) 320–329.

[29] JD Thompson, TJ Gibson, F. Plewniak, F. Jeanmougin, DG Higgins, La interfaz de ventanas CLUSTAL_X: estrategias flexibles para la alineación de secuencias múltiples con la ayuda de herramientas de análisis de calidad, Nucleic Acids Res. 25 (1997) 4876–4882.

[30] TA Hall, BioEdit: un programa de análisis y editor de alineación de secuencias biológicas fácil de usar para Windows 95/98/NT, Nucl. Ácidos Symp. Ser. 41 (1999) 95–98. [31] S. Kumar, M. Nei, J. Dudley, K. Tamura, MEGA: un software centrado en biólogos para el análisis evolutivo de secuencias de ADN y proteínas, Resumen. Bioinformar. 9 (2008) 299–306.

[32] PF Tu, B. Wang, T. Deyama, ZG Zhang, ZC Lou, Análisis de glucósidos de feniletanoide de Herba cistanche por RP-HPLC, Acta Pharm. Sínica. 32 (1997) 294–300.