Cambios en los niveles de glucósidos feniletanoides, actividad antioxidante y otras características de calidad en rodajas de Cistanche Deserticola mediante procesamiento con vapor

Cistanche deserticola Y. C. MA(Orobanchaceae), comúnmente conocido como "ginseng del desierto", se ha utilizado durante mucho tiempo como tónico en China y Japón. Los tallos carnosos se cortan en rodajas para el tratamiento de diversas enfermedades, como la impotencia, la infertilidad femenina, la sensación de frío en la zona lumbar y las rodillas y el estreñimiento geriátrico. En los últimos años, varios estudios han revelado su eficacia en modelos experimentales que se relacionan con trastornos neurológicos, especialmente la enfermedad de Alzheimer y la enfermedad de Parkinson.El mercado de alimentos saludables está cada vez más interesado en este útil complemento dietético natural. El vino y el té elaborados con tallos suculentos son alimentos saludables populares que alivian la fatiga y mejoran el aprendizaje y la memoria.C. deserticolaes una rica fuente de glucósidos feniletanoides, polisacáridos y azúcares solubles, que tienen principalmente propiedades antioxidantes,neuroprotector,hepatoprotector,mejora el sistema inmunológico,laxante,y antienvejecimiento efectos, entre los cuales se considera que la actividad antioxidante es la base de las demás acciones farmacológicas. El echinacósido y el acteosido son marcadores representativos para el control de calidad de Cistanches Herba en la Farmacopea China (edición de 2015), debido a su abundancia predominante, especificidad de género y bioactividades notables. La determinación de extractos diluidos solubles en etanol también está contenida en el control de calidad de Cistanches Herba. También se ha informado que el cistanósido A, el isoactósido y el 2′-acetilactósido son abundantes enC. deserticola. 

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El aumentoLa demanda de C. deserticola ha estimulado enormemente su cultivo. C. deserticola pertenece a una hierba parásita perenne que crece principalmente en zonas áridas o semiáridas del noroeste de China. Inmediatamente después de la cosecha, estos tallos crudos, pesados ​​y muy azucarados, deben secarse para evitar la pérdida y el deterioro del contenido de nutrientes. Los tallos frescos suelen contener entre un 75% y un 85% de agua y el nivel de agua debe reducirse por debajo del 10% para su conservación. En la mayoría de las regiones productoras de Cistanche, los tallos frescos enteros se colocan en campos abiertos durante aproximadamente 2 meses para el proceso de secado preliminar. Luego, el material seco se transporta a las fábricas, se remoja en agua, se corta en rodajas y se seca nuevamente. El retraso en el procesamiento de las rebanadas puede deberse a que los agricultores tienen poca educación o están mal equipados. Sin embargo, el principal problema es la falta de conocimiento y tecnología que permitan un proceso de producción eficiente.

El tratamiento con altas temperaturas se ha utilizado ampliamente en verduras y frutas y puede inhibir el crecimiento microbiano y prolongar la vida útil. Sin embargo, también puede dar lugar a cambios en la apariencia y en la composición de nutrientes. Se ha demostrado que ciertos componentes bioactivos y actividades farmacológicas, como la actividad antioxidante, aumentan en las hierbas medicinales después de la cocción al vapor. Por lo tanto, cocinar al vapor C. deserticola puede mejorar varios beneficios para la salud. También se ha informado que el uso de cocción al vapor o escaldado en C. deserticola recién cortada aumenta las cantidades deechinacósido y acteósido.19,20) Sin embargo, no se ha llevado a cabo ninguna investigación detallada para comparar los cambios en los compuestos bioactivos y la actividad antioxidante de C. deserticola recién cortada durante el proceso de cocción al vapor. Por lo tanto, el objetivo de este estudio fue examinar el efecto del tiempo de cocción al vapor (1, 3, 5, 7 min) sobre la cantidad de glucósidos feniletanoides, polisacáridos, azúcares solubles, extractos diluidos solubles en etanol, pérdida de peso y propiedades antioxidantes. en rodajas de C. deserticola en comparación con otros tres grupos (fresco, secado directamente al horno, blanqueado).

Experimental

quimicos

Productos químicos de calidad analítica: metanol, etanol, D-glucosa, ácido sulfúrico, hidrogenofosfato de potasio y dihidrogenofosfato de potasio monohidrato se adquirieron de Beijing Chemical Works (Beijing, China). El ácido fórmico y el fenol se adquirieron de Sinopharm Chemical Reagent Co. (Shanghai, China). El metanol de calidad HPLC se adquirió de Fisher Scientific (Toronto, Canadá). El agua desionizada se obtuvo utilizando un sistema Milli-Q (Millipore Corp., Bedford, MA, EE. UU.). Alfa Aesar (Ward Hill, MA, EE. UU.) proporcionó 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH) y diclorhidrato de 2,2′-azobis(2-aminopropano) (AAPH ) de Adamas-beta (Shanghái, China). Ácido 6-metoxi-2,5,7,8-tetrametilcromano-2-carboxílico (Trolox), 2,6-di-tercbutil-p-cresol (BHT) y la fluoresceína (sal sódica) (FL) se obtuvieron de TCI (Tokio, Japón), y el kit de ensayo de capacidad antioxidante total (T-AOC) del Instituto de Bioingeniería Nanjing Jiancheng (Nanjing, China). Los estándares para acteoside (111530-200706) y echinacoside (111670-200503) se compraron del Instituto Nacional para el Control de Alimentos y Medicamentos (Beijing, China). Los estándares para2′-acetilactósido, cistanosido A e isoacteosido fueron obsequiados por el Dr. Zhiguo Ma. Se determinó que la pureza de cada compuesto de referencia era superior al 98% mediante la normalización del área del pico detectada por el detector de matriz de diodos (DAD) de HPLC.

Tratamiento de materiales y determinación de pérdida de peso.

Las muestras se recolectaron en la primavera de 2{{10}}14 en la plantación de Cistanches Herba en Ningxia (106.08 grados N, 38,24 grados E, 1124,2 m ) en China, e identificado por uno de nosotros (Prof. Jun Chen). Se depositó un espécimen de comprobante en el Instituto de Desarrollo de Plantas Medicinales de la Academia China de Ciencias Médicas de la Facultad de Medicina de la Unión de Pekín. Se recogieron al azar unos 3 kg de tallos de C. deserticola y se enjuagaron con agua limpia. Las partes de las inflorescencias se retiraron con un cuchillo de cerámica y luego los tallos se cortaron en rodajas de 3 mm. Cada rebanada de 100 g se midió en peso (W0) como réplica. Se evaluaron siete tratamientos experimentales con tres repeticiones por tratamiento. Para cocinar al vapor, se pusieron cuatro lotes de rebanadas en vapor de agua a 93 grados durante 1, 3, 5 o 7 minutos. Para el escaldado, un tratamiento se puso en agua a 96 grados durante 5 minutos. Los otros dos tratamientos informados en este experimento fueron rodajas frescas y secadas directamente en horno. Las rodajas tratadas se pesaron (W1) y se secaron a 60 grados en el horno. Luego, las rodajas secas se volvieron a pesar (W2), se trituraron y se pulverizaron (malla 65). Los polvos de las muestras se almacenaron en bolsas de vacío a -20 grados hasta el día del análisis. La pérdida de peso se calculó de la siguiente manera: pérdida de peso después del tratamiento con altas temperaturas (%)=[(W0−W1)/W0]×100, pérdida de peso después del secado en horno (%)=[(W0 −W2)/W0]× 100, donde W0 es el peso inicial, y W1 y W2 son los pesos medidos después del tratamiento con altas temperaturas y el secado en horno, respectivamente.

Glucósidos feniletanoides y propiedades antioxidantes

Extracción de muestras

Se extrajo una muestra en polvo de {{0}}.5- g con 25 ml de una solución acuosa de metanol al 60 % mediante ultrasonido KQ-250DE (Kunshan Ultrasonic Instrument Co., Jiangsu, China). a 40 kHz, 200 W y 40 grados durante 30 min. Después de la extracción, las muestras tratadas se centrifugaron durante 10 minutos a 4600 xg (TD5; Hunan Herexi Instrument & Equipment Co., Hunan, China). El sobrenadante se filtró a través de un filtro de tamaño de poro de 0,45- µm para análisis posteriores.

Determinación de glucósidos feniletanoides

Determinación de echinacósido, cistanósido A,acteósido, isoactósido y 2′-acetilactósidode muestras de C. deserticola se llevó a cabo como lo describen Ma et al.21) con algunas modificaciones. El análisis se realizó utilizando un instrumento HPLC 2695–2996 (Waters Corp., Milford, MA, EE. UU.) con absorción ultravioleta monitoreada a 330 nm. La separación se llevó a cabo en una columna Merck Purospher® Star RP-C18 (250 mm x 4,6 mm, 5 µm) operada a 30 grados. La fase móvil a un caudal de 1 ml/min consistió en disolvente A (metanol) y disolvente B (0.1% de ácido fórmico acuoso, v/v). Se operó una elución en gradiente de la siguiente manera: 28% A ({{30}}–10 min), 28–38% A (10–30 min), 38% A (30– 45 min), y el volumen de inyección fue de 10 µL. Se preparó una solución mixta que contenía cinco estándares de referencia disolviendo los estándares de referencia en metanol al 60 % hasta una concentración final de 0,20 mg/ml para equinacósido, 0,21 mg/ml para acteósido, 0,20 mg/ml para 2′-acetilactósido, 0,05 mg/ml para mL para cistanósido A y 0,05 mg/mL para isoactósido. Luego, la solución se diluyó a siete concentraciones diferentes para establecer curvas de calibración. La concentración de glucósidos feniletanoides de las muestras se expresó en g/kg de peso fresco (PF).

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Determinación de la capacidad de absorción de radicales de oxígeno (ORAC)

El ensayo ORAC se realizó como lo describen Huang et al.22) con algunas modificaciones. El antioxidante sintético BHT se utilizó como control positivo. En resumen, se mezclaron 25 µL de extractos de muestra diluidos y 160 µL de FL en una microplaca de 96-pocillos. La mezcla se incubó a 37 grados durante 15 minutos, antes de agregar 20 µl de AAPH. La fluorescencia se controló utilizando 485 nm (excitación) y 520 nm (emisión) a intervalos de 3- minutos durante 72 minutos utilizando Fluoroskan Ascent FL (Thermo Scientific, Waltham, MA, EE. UU.). Se utilizó Trolox (2,5–50,0 µmol/L) como estándar de referencia y los resultados se expresaron como micromoles de Trolox por masa de rebanada fresca, µmol TE/g FW.

Determinación de la actividad eliminadora de radicales libres (DPPH) de 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo

El ensayo DPPH se realizó como lo describen Goupy et al.23) con algunas modificaciones. El antioxidante sintético BHT se utilizó como control positivo. En resumen, se mezcló 1 ml del extracto de muestra diluido con 1 ml de solución de metanol DPPH de 0.2 mmol/l. Las soluciones se mantuvieron en la oscuridad a 25 grados durante 90 min, luego se midió la absorbancia a 517 nm. Se utilizó Trolox (4,0–119,5 µmol/L) como estándar de referencia y los resultados se expresaron como micromoles de Trolox por masa de rebanada fresca, µmol TE/g FW.

Determinación de la propiedad antioxidante reductora del hierro (FRAP)

El ensayo FRAP se realizó utilizando el kit de ensayo T-AOC según las instrucciones del fabricante.

Azúcares y polisacáridos solubles

Preparación de muestras de azúcares solubles

Se extrajo una muestra en polvo de 0.5- g con 25 ml de solución acuosa de etanol al 80 % mediante ultrasonido KQ-250DE a 40 kHz, 150 W y 80 grados durante 30 minutos. La primera solución extractiva se filtró y se transfirió a un matraz volumétrico de 50- ml. Los sedimentos se volvieron a extraer y el filtrado se combinó con la primera solución extractiva en el matraz volumétrico de 50- ml y se llenó hasta la marca con una solución acuosa de etanol al 80 %.

Luego, se pipeteó 1 ml de esta solución en un tubo de vidrio de 10- ml para evaporar el etanol en un baño de agua hirviendo. Se añadió agua destilada (5 ml) para disolver el residuo, luego se transfirió a un matraz volumétrico de 100- ml y se llenó hasta la marca con agua destilada. Finalmente, se utilizaron 2 mL de esta solución diluida para la determinación de azúcares solubles.

Preparación de muestras de polisacáridos

Los sedimentos de la extracción de los azúcares solubles se secaron al aire y se extrajeron con 25 ml de agua destilada mediante ultrasonido KQ- 250DE a 40 kHz, 150 W y 80 grados durante 30 min. La primera solución extractiva se filtró y se transfirió a un matraz volumétrico de 50- ml. Los sedimentos se volvieron a extraer y el filtrado se combinó con la primera solución extractiva en el matraz volumétrico de 50- ml y se llenó hasta la marca con agua destilada. Luego, se pipeteó una solución de 5- ml de esto en un matraz volumétrico de 50- ml y se llenó hasta la marca con agua destilada. Finalmente, se utilizaron 2 mL de esta solución diluida para la determinación de polisacáridos.

Determinación de azúcares y polisacáridos solubles

La determinación de azúcares y polisacáridos solubles se llevó a cabo utilizando el método de fenol-ácido sulfúrico, como lo describen Wang et al.24). Se añadió un mililitro de solución de fenol al 6% a 2 ml de la solución de muestra y se mezcló bien. Luego se agregaron rápidamente 5 mL de ácido sulfúrico concentrado y se agitó durante 5 min. La mezcla se transfirió a un baño de agua hirviendo durante 15 minutos y se enfrió rápidamente a temperatura ambiente para la detección ultravioleta. La absorción ultravioleta se controló a 490 nm en un espectrofotómetro UV2550 (Shimadzu Co., Kyoto, Japón). Se utilizó agua destilada como blanco. El estándar de referencia D-glucosa anhidra se pesó con precisión y se disolvió en agua destilada hasta una concentración final de 0,10 mg/ml. Luego se pipetearon 1, 2, 3, 4, 5, 6 y 7 ml de la solución madre en siete matraces volumétricos de 10- ml y se llenaron hasta la marca con agua destilada. Luego se utilizaron las siete concentraciones diferentes de soluciones estándar para establecer curvas de calibración.

Extractos diluidos solubles en etanol

Las muestras (4,0 g) se pesaron con precisión para determinar sus extractos diluidos solubles en etanol, según el método descrito en la Farmacopea China (edición de 2015).25) La muestra en polvo se pesó (W3) y se extrajo con 100 ml de solución acuosa de etanol al 50 % en un matraz cónico de 250- ml con agitación ocasional durante 6 h y se dejó reposar durante 18 h. La solución extractiva se filtró y 20 ml del filtrado se evaporaron hasta sequedad, se secó a 105 grados durante 3 h y se enfrió en un desecador (gel de sílice) durante 30 min. Finalmente, se pesó la cantidad con precisión (W4). El contenido de extracto diluido soluble en etanol se expresó como g/kg FW de la muestra. Los extractos diluidos solubles en etanol se calcularon de la siguiente manera: extractos diluidos solubles en etanol (g/kg FW)=[(W4×5)/W3]×(100−W5)×10, donde W3 es el peso inicial , W4 es el peso medido después de la extracción y W5 es la pérdida de peso después del secado en horno (%).

Análisis estadístico

Para aclarar cualquier diferencia entre los grupos de tratamiento, se aplicó ANOVA unidireccional utilizando SPSS 13.0 (SPSS Inc., Chicago, IL, EE. UU.). Las diferencias se evaluaron mediante la prueba de Duncan con un límite de significancia de 0.05. Los datos se expresaron como desviación estándar (DE) (n=3).

Resultados y discusión

Pérdida de peso

El peso de las rodajas de C. deserticola determina directamente su valor comercial en el mercado de hierbas medicinales. Como se muestra en la Tabla 1, la pérdida de peso de C. deserticola se analizó después del tratamiento con altas temperaturas y el secado en horno. Se encontraron niveles más bajos de pérdida de peso cuando las rebanadas se secaron directamente en el horno en lugar de cocerlas al vapor o blanquearlas. Las muestras blanqueadas tuvieron los niveles más altos de pérdida de peso. Las muestras cocidas al vapor tuvieron niveles más altos de pérdida de peso con un tiempo de cocción al vapor más prolongado. Siete minutos de cocción al vapor, el tiempo más largo para que las rebanadas recién cortadas mantengan su forma, mostraron resultados significativos (p.<0.05) higher levels of weight loss after oven-drying than 5 min of steaming. Since phenylethanoid glycosides had been detected in the hot water (data not shown), it suggested that blanching/steaming promoted more water-soluble compounds to be dissolved in the hot water. Concerning weight loss after high-heat exposure, samples steamed for 1 minute exhibited extremely low weight loss. Therefore, 1 min of steaming was too short to make the Cistanche tissue brittle, so it was less able to release bioactive compounds (such as phenylethanoid glycosides) during the subsequent extraction procedure, compared with samples that had been steamed longer.

Glucósidos feniletanoides

En la Fig. 1 se muestran los niveles de echinacósido, cistanósido A, actósido, isoactósido y 2′-acetilactósido en rodajas de C. deserticola procesadas por diferentes métodos. Las muestras cocidas al vapor durante 7 minutos contenían 2,16 g/kg FW de equinacósido y {{6} }.29 g/kg FW de cistanósido A, un aumento de -140 y -6 veces, respectivamente, en comparación con las rodajas frescas. El contenido de glucósidos de feniletanoides aumentó bruscamente cuando las muestras frescas se trataron con calor elevado y secado, especialmenteacteosido, isoacteosido y 2′-acetilacteosido,mientras que no fueron detectados en las muestras frescas. Una posible razón para esto podría ser la degradación de los glucósidos feniletanoides por la peroxidasa y la -glucosidasa. Estas enzimas se inactivarían en las muestras secadas por las altas temperaturas y la disminución del contenido de agua, lo que provocaría la retención de altos niveles de glucósidos feniletanoides en los extractos. Además, los glucósidos feniletanoides son compuestos fenólicos que se sintetizarían en plantas frescas en respuesta al estrés de las altas temperaturas y la pérdida de humedad.

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Se informó que tanto el cocido al vapor como el escaldado de C. deserticola recién cortada mejoran el contenido de equinacósido y acteósido.19,20) Sin embargo, en el presente estudio, el escaldado dio un efecto significativo (p<0.05) lower concentration of acteoside and cistanoside A than drying directly. Regarding the total concentration of the five phenylethanoid glycosides, the blanched samples were still lower than the directly oven-dried ones (1.73, 2.35 g/kg FW, respectively). Slices steamed for 5 and 7 min contained significantly (p<0.05) higher amounts of acteoside, isoacteoside, and 2′-acetylacteoside than directly oven-dried samples. In general, the highest levels of phenylethanoid glycosides were found in the steamed samples, suggesting that the above-mentioned pharmacological activities produced by glucósidos de feniletanoidesen rodajas de C. deserticola se puede mejorar mediante un tratamiento al vapor.

Además, descubrimos que el tiempo de cocción al vapor era crucial para determinar el contenido de glucósidos feniletanoides. El echinacósido, el cistanósido A, el acteósido y el isoactósido mostraron una tendencia creciente similar durante el proceso de cocción al vapor, que aumentó bruscamente (a 1, 3 min) y alcanzó sus niveles máximos a los 7 min. No se observaron cambios significativos en los cuatro glucósidos de feniletanoides mencionados anteriormente durante el proceso de vaporización de 3 a 7 minutos. Por el contrario, el 2′-acetilactósido aumentó significativamente (p<0.05) with processing time. Notably, the levels of phenylethanoid glycosides in slices steamed for 1 min were significantly (p<0.05) lower than in directly oven-dried slices, except isoacteoside. Therefore, 1 min steaming of 3-mm fresh-cut C. deserticola was not long enough to inactivate the above-mentioned enzymes. Higher total levels of the five phenylethanoid glycosides were observed when the slices were steamed for 5 and 7 min (3.20, 3.52 g/kg FW, respectively) rather than directly oven drying. Steaming from 5 to 7 min more effectively promoted the extraction of phenylethanoid glycosides from C. deserticola, leading to a higher level of phenylethanoid glycosides in the extracts.

Fig. 1. Concentración (g/kg FW) de equinacósido (A), cistanósido A (B), actósido (C), isoactósido (D) y 2′-acetilactósido (E) en rodajas de Cistanche deserticola según diferentes métodos de procesamiento Letras diferentes (a–e) denotan diferencias estadísticamente significativas entre tratamientos (prueba de Duncan, p<0.05, n=3).

Actividad antioxidante

Las propiedades antioxidantes de las rodajas, analizadas por ORAC, DPPH y FRAP, se presentan en la Fig. 2. Como se esperaba, los valores de ORAC mostraron una amplia variación entre las muestras, desde 13,34 µmol TE/g FW en muestras frescas hasta 108,62 µmol TE/g FW a los 7 min de vaporización. Durante el proceso de vaporización, el valor ORAC aumentó 4-veces entre 1 y 7 minutos de vaporización. Se observaron tendencias similares en los ensayos DPPH y FRAP, mostrando rápidos aumentos durante el tratamiento con vapor. Aunque las muestras tratadas con vapor inicialmente tenían valores antioxidantes más bajos (al minuto), mostraron una retención mucho mejor de la capacidad antioxidante durante el proceso. En el caso del escaldado no se observaron diferencias significativas en las propiedades antioxidantes respecto al secado directo en horno.

Fig. 2. Niveles (μmol TE/g FW) de capacidad de absorción de radicales libres de oxígeno (ORAC) (A), actividad eliminadora de radicales libres de 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH) (B) y Propiedad antioxidante reductora de hierro (FRAP) (C) de rodajas de Cistanche deserticola según diferentes métodos de procesamiento Letras diferentes (a – f) denotan diferencias estadísticamente significativas entre tratamientos (prueba de Duncan, p<0.05, n=3).

La actividad antioxidante ORAC en tallos crudos o rodajas de C. deserticola no se ha informado previamente. Sin embargo, los extractos etanólicos de tallos crudos de C. deserticola han sido medidos en los ensayos DPPH y FRAP,28) mostrando una alta actividad antioxidante, ligeramente inferior a la del 2(3)-t-butil-4-hidroxianisol (BHA) y más alto que BHT. Además, los glucósidos feniletanoides aislados de C. deserticola exhibieron fuertes actividades eliminadoras de DPPH, ligeramente inferiores a las del ácido ascórbico29) y superiores a las del -tocoferol.2) C. deserticola puede ser una fuente potencial de antioxidantes naturales, ya que las propiedades antioxidantes de los compuestos puros aislados de C. deserticola fueron superiores a los de algunos antioxidantes sintéticos. Como se muestra en la Tabla 2, BHT exhibió significativamente (p<0.05) higher antioxidant properties than C. deserticola slices steamed for 7 min. Therefore, there is still a big gap between C. deserticola slices and synthetic antioxidants of equal quality.

El ensayo DPPH utiliza mecanismos de transferencia de átomos de hidrógeno (HAT) y de transferencia de un solo electrón (SET), mientras que los ensayos ORAC y FRAP siguen los principios de las reacciones HAT y SET, respectivamente.30) En el presente estudio, las tendencias generales de la capacidad antioxidante evaluados por los tres ensayos fueron muy similares. Por lo tanto, confirmamos que las rodajas secas de C. deserticola (al vapor, directamente secadas en horno y blanqueadas) tuvieron significativamente (p<0.05) higher levels of antioxidant activity than fresh ones. Furthermore, steaming for 5 and 7 min significantly (p<0.05) enhanced levels of antioxidant activity compared with direct oven drying and blanching. Overall, our results showed that steaming fresh-cut C. deserticola slices was effective in preserving phenylethanoid glycoside levels and antioxidant activity.

Azúcares solubles, polisacáridos y extractos diluidos solubles en etanol

As shown in Fig. 3, levels of soluble sugars and polysaccharides exhibited the following descending order: fresh>directly oven-dried>steamed>blanqueado. Las rodajas blanqueadas tenían niveles muy bajos de azúcares solubles, polisacáridos y extracto diluido soluble en etanol, correspoencontrando bien con su alta pérdida de peso. Las muestras frescas tuvieron una significativa (p<0.05) higher content of soluble sugars (62.89 g/kg FW) and polysaccharides (17.36 g/kg FW) than the other samples, suggesting that heat treatment (oven drying, steaming, blanching) on fresh-cut samples would reduce the extraction of soluble sugars and polysaccharides. Heat treatment inhibited the hydrolysis of phenylethanoid glycosides to release the glucose, rhamnose, and so on. Moreover, heat treatment, used as an abiotic stress factors on fresh slices, gave rise to the synthesis of several phenylpropanoid compounds including phenylethanoid glycosides.27) Particularly, sugars contained in the slices were dissolved in the hot water to different extents by steaming or blanching. Thus, it is not surprising to see that the content of soluble sugars decreased by 23.88% in steaming and by 60.82% in blanching, while the content of polysaccharides decreased by 41.33% in steaming and by 53.83% in blanching, compared with fresh slices. It has been reported that the steaming process can increase reducing sugars and acidic polysaccharides in Ginseng Radix et Rhizoma,18) and mono sugars, including galactose and glucose, in Rehmanniae Radix.17) However, the whole dried crude drugs studied in the above-mentioned literature were quite different from the fresh-cut slices used in the present study.

Fig. 3. Concentración (g/kg FW) de azúcares solubles (A), polisacáridos (B) y extractos diluidos solubles en etanol (C) de rodajas de Cistanche deserticola según diferentes métodos de procesamiento. Diferentes letras (a–e) indican estadísticamente diferencias significativas entre tratamientos (prueba de Duncan, p.<0.05, n=3).

Las rodajas secadas directamente al horno tuvieron el mayor contenido de extractos diluidos solubles en etanol (89,26 g/kg FW), mientras que las rodajas blanqueadas tuvieron el más bajo (47,60 g/kg FW). Aunque todas las rodajas procesadas de C. deserticola cumplieron con el estándar de la Farmacopea China (edición de 2015) para ser calificadas como Cistanches Herba, las rodajas blanqueadas aportarían menos beneficios para la salud que las muestras secadas directamente en horno debido a la grave pérdida de solubles en etanol diluido. extractos. En cuanto al proceso de vaporización, la tendencia de los azúcares solubles fue muy similar a la tendencia observada para los extractos diluidos solubles en etanol, disminuyendo gradualmente sin cambios significativos entre los 3 y los 7 min. La concentración de polisacáridos fluctuó con un ligero aumento durante todo el período de vaporización. En particular, 7 minutos de vaporización mostraron una buena conservación de los polisacáridos pero una gran pérdida de azúcares solubles, mientras que 5 minutos de vaporización mostraron lo contrario, en comparación con el secado directo en horno.

Conclusión

Hemos informado por primera vez sobre el efecto de la cocción al vapor sobre los compuestos bioactivos y la actividad antioxidante en C. deserticola recién cortada y hemos proporcionado información importante para desarrollar procesos efectivos para el tratamiento poscosecha de los tallos de C. deserticola. Las rodajas frescas mostraron la peor eficiencia para extraer glucósidos feniletanoides y compuestos antioxidantes, lo que revela que estas sustancias eran propensas a la degradación enzimática. Por el contrario, las muestras cocidas al vapor tenían los niveles más altos de glucósidos feniletanoides y actividades antioxidantes. Aunque el escaldado mejoró ligeramente el contenido de actósido, isoactósido y 2'-acetilactósido en comparación con el secado directo en horno, los valores de peso, azúcares solubles, polisacáridos y extractos diluidos solubles en etanol disminuyeron drásticamente. Para el proceso de cocción al vapor, los niveles de glucósidos y polisacáridos de feniletanoides aumentaron ligeramente con el tiempo. Cocer al vapor durante 5 y 7 min significativamente (p<0.05) enhanced total levels of the five phenylethanoid glycosides than directly oven drying. However, the longer the steaming process, the greater the decrease in weight, soluble sugars, and dilute ethanol-soluble extracts. No significant decrease in soluble sugars was observed when slices were steamed from 1 to 5 min compared with directly oven-dried samples. The steaming time had a consistent effect on the antioxidant properties, with a significant increase evaluated by the DPPH, ORAC, and FRAP assays. It was concluded that C. deserticola slices can be successfully treated with 5 to 7 min of steaming to improve the phenylethanoid glycoside levels and antioxidant activity while preserving the amounts of soluble sazúcares, polisacáridos y extractos diluidos solubles en etanol.

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