Proteínas de motivo de lisina (LysM): manipulación interrelacionada de la inmunidad vegetal y los hongos

Abstracto:

Las proteínas con motivo de lisina (LysM) son módulos de proteínas de unión a carbohidratos que desempeñan un papel fundamental en las interacciones huésped-patógeno. Las proteínas vegetales LysM funcionan principalmente como receptores de reconocimiento de patrones (PRR) que detectan la quitina para inducir la inmunidad de la planta. Por el contrario, LysM fúngico bloquea la detección o señalización de quitina para inhibir la inmunidad del huésped inducida por quitina. En esta revisión, brindamos perspectivas históricas sobre LysM de plantas y hongos para demostrar cómo estas proteínas están involucradas en la regulación de la respuesta inmune de las plantas por parte de los microbios. Las plantas emplean proteínas LysM para reconocer las quitinas fúngicas que luego son degradadas por las quitinasas de las plantas para inducir la inmunidad. Por el contrario, los patógenos fúngicos reclutan proteínas LysM para proteger su pared celular de la hidrólisis por parte de la quitinasa vegetal para evitar la activación de la inmunidad inducida por quitina. Descubrir esta carrera armamentista coevolutiva en la que LysM juega un papel fundamental en la manipulación facilita una mayor comprensión de los mecanismos que gobiernan las interacciones planta-hongo.

Palabras clave:

proteína de motivo de lisina (LysM); interacciones planta-hongo; quitina; manipulación de la inmunidad.

Los motivos de lisina (GRAS) son una clase de secuencias de proteínas conservadas que existen en una variedad de organismos. Están involucrados en la regulación del crecimiento y desarrollo y la adaptación al estrés en plantas y hongos y también se encuentran en mamíferos. Estudios recientes han demostrado que las proteínas GRAS también están involucradas en la regulación de las respuestas inmunitarias en plantas y mamíferos, lo que afecta la inmunidad. En las plantas, las proteínas GRAS intervienen en la mediación de las respuestas de defensa de las plantas frente a los patógenos. Por ejemplo, en Arabidopsis thaliana, las proteínas GRAS SHR y SCR están involucradas en la resistencia de las raíces de las plantas a los patógenos, y estas proteínas pueden inducir la apoptosis en las raíces de las plantas y promover la muerte de bacterias patógenas. Además, las proteínas GRAS también mejoran la resistencia de las plantas a los patógenos al participar en la regulación de la expresión génica en la activación inmunológica de las plantas.

En mamíferos, aunque existen pocos estudios sobre la función inmunológica de las proteínas GRAS, algunos estudios han demostrado que están involucradas en la regulación inmunológica. Por ejemplo, la proteína GRAS SPRY2 puede inhibir la proliferación y activación de las células T y aumentar el número de células T reguladoras, regulando así el equilibrio de la respuesta inmunitaria. Por otro lado, la proteína GRAS OSL1 también puede participar en la regulación de la respuesta inmune de los mamíferos, pudiendo inhibir la activación y proliferación de células T.

Por lo tanto, se puede ver que las proteínas GRAS están involucradas en la regulación de las respuestas inmunes en plantas y mamíferos, afectando así la inmunidad. La investigación futura debe explorar el papel específico y el mecanismo de las proteínas GRAS en la regulación inmunitaria, para proporcionar una base teórica para el desarrollo de nuevos inmunomoduladores. Esto muestra la importancia de la inmunidad, por lo que debemos mejorar la inmunidad. Cistanche puede mejorar la inmunidad. La ceniza de carne contiene una variedad de componentes biológicamente activos, como polisacáridos, dos hongos, Huang Li, etc. Estimula varias células del sistema inmunológico y aumenta su actividad inmunológica.

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1. Introducción

Al estar inmóviles, las plantas enfrentan múltiples desafíos durante su vida, incluidos los de los patógenos. Las plantas no poseen un sistema inmunológico circulante como los animales, ni generan anticuerpos para combatir patógenos [1]. Por lo tanto, las plantas han diseñado estrategias únicas para defenderse contra las invasiones de patógenos a lo largo de su evolución. Las plantas han desarrollado receptores inmunes como un medio para detectar y posteriormente disuadir a los patógenos [2]. Los receptores inmunes en las plantas se pueden dividir en dos tipos principales, los receptores de reconocimiento de patrones (PRR) y los receptores repetidos ricos en leucina (NLR) que se unen a nucleótidos [3]. Los PRR se han empleado como defensa principal contra los patógenos.

En general, los PRR se localizan en la membrana celular y pertenecen a una familia de receptores quinasas que generalmente incluyen un dominio de unión a ligando extracelular, un dominio transmembrana y un dominio quinasa intracelular [4]. Los dominios extracelulares de los PRR pueden reconocer específicamente patrones moleculares asociados a moléculas (MAMP), como el lipopolisacárido bacteriano (LPS), flagelina, EF-Tu (factor de elongación termoinestable), peptidoglucanos, quitina fúngica y -glucanos y ergoesteroles activados. dominios de quinasa intracelular a través de dominios transmembrana que a su vez potencian las señales inmunitarias aguas abajo [5–7]. Para atravesar este primer nivel de las barreras del sistema inmunológico de la planta, los patógenos secretan pequeñas moléculas llamadas efectores en las células de la planta. Estos efectores interrumpen la señalización de la proteína quinasa activada por mitógeno (MAPK) y su transmisión aguas abajo al inhibir la traducción y la actividad de los PRR y su señalización compleja. Además de esto, también puede afectar la inmunidad de las plantas al interferir con varios procesos celulares como la producción de ROS, el transporte de vesículas, la deposición de callos y el fortalecimiento de la pared celular [5,7].

El dominio LysM incluye proteínas que desempeñan un papel directo en los PRR que regulan la inmunidad en las plantas o como efectores en hongos patógenos que suprimen la inmunidad de las plantas [8]. El dominio LysM es un módulo general de unión a peptidoglicano, que tiene una estructura secundaria con dos hélices apiladas en el mismo lado de la lámina antiparalela. Generalmente, el módulo LysM contiene alrededor de 50 aminoácidos y se une a peptidoglicanos, quitina y sus derivados [9]. El dominio LysM se descubrió inicialmente en la enzima antimicrobiana lisozima de un bacteriófago [8], y un número creciente de estudios ha encontrado que las proteínas del dominio LysM están ampliamente distribuidas en eucariotas y procariotas [10,11].

Como un dominio funcional que ayuda a evadir la inmunidad del huésped, la función de las proteínas del dominio LysM se basa en las propiedades de unión del dominio LysM al polisacárido de quitina fúngica, que es un carbohidrato complejo insoluble en la pared celular fúngica que generalmente es degradado por las quitinasas de las plantas. 12]. La pared celular de los patógenos fúngicos es el primer punto de contacto con la planta huésped, y el componente principal de la pared celular fúngica es la quitina [12]. Para las plantas, la quitina fúngica actúa como un MAMP, que induce la inmunidad de las plantas al unirse a los PRR afines en las plantas. Por el contrario, para evadir la respuesta de defensa del huésped, los patógenos fúngicos secretan efectores que contienen el dominio LysM para proteger sus paredes celulares. La quitina como componente esencial de la pared celular fúngica actúa como una molécula importante en la manipulación de la inmunidad del huésped mediada por las proteínas LysM. Esta interacción intermolecular subraya los resultados de los procesos huésped-patógeno finamente controlados, que se han convertido en la base para mejorar la resistencia a las enfermedades en los cultivos [13].

Por lo tanto, en esta revisión, brindamos una evaluación integral de las características biológicas de las proteínas LysM de plantas y hongos, los mecanismos por los cuales se produce la manipulación de la inmunidad del huésped y sus funciones interactivas entre plantas y hongos para facilitar la comprensión del mecanismo de LysM. -inmunidad mediada y su importancia para la agricultura.

2. LysM media la señalización de quitina en las plantas

La LysM existe en forma de quinasas similares a receptores que contienen LysM (LYK) o LysM no quinasa [14]. Los LYK están presentes exclusivamente en las plantas y están involucrados en la regulación de la inmunidad de las plantas [14]. Las proteínas vegetales LysM son muy diversas, con al menos seis tipos diferentes a diferencia de los tipos no quinasas, lo que sugiere que las proteínas LysM se encuentran en una variedad de dominios estructurales complejos [14,15]. Sin embargo, no se ha asignado una función biológica a la mayoría de los genes LysM no quinasa.

2.1. LysM en Arabidopsis y Arroz

El reconocimiento de patrones moleculares asociados a patógenos (PAMP) por parte de los PRR es el primer paso en la defensa de las plantas, los PAMP son moléculas elicitoras conservadas como la quitina fúngica y los quitooligosacáridos, el peptidoglicano bacteriano, y la maduración y el transporte de los PRR es un proceso biológico importante. Chitin elicitor receptor kinase 1 (CERK1) es un miembro clásico de LysM, que se encuentra en arroz y Arabidopsis [16,17]. Funciona como un PRR en las membranas de las células vegetales para reconocer algunos patrones moleculares conservadores derivados de hongos patógenos e inducir la respuesta inmunitaria del huésped (Figura 1). CERK1, que contiene tres dominios LysM, juega un papel clave en la percepción de los inductores de oligosacáridos de quitina y la transducción de N-acetilglucosamina. Muestra una mayor afinidad por el oligosacárido de quitina con residuos más largos. Las respuestas inmunitarias inducidas por la quitina del MAMP fúngico incluyen la activación de MAPK, la producción de especies reactivas de oxígeno (ROS) y la expresión de genes de defensa [16,18–20].

El receptor de quitina de arroz OsCERK1 madura en el retículo endoplásmico desde donde es transportado al retículo ectoplasmático a través del aparato de Golgi. Durante este proceso, la proteína inducida por el estrés (Hop/Sti1) y la proteína de choque térmico 90 (Hsp90) pueden ensamblar una o más Rho-tipo GTPasa OsRac1 específica de la planta, un miembro de la familia Rho Guanosina Trifosfato (GTPasas), que se compleja en el retículo endoplásmico y el posterior transporte de OsCERK1 desde el retículo endoplásmico al retículo endoplásmico regula la maduración de OsCERK1. El proceso de transporte se basa en la regulación de la pequeña proteína relacionada con la secreción de GTPasa y la proteína 1 relacionada con ras (GTPasa Sar1) [21].

Como una pequeña proteína reguladora (G) de nucleótidos de guanina, OsRac1 participa en el complejo receptor que contiene OsCERK1- que regula la inmunidad después de que las células de arroz perciben la quitina fúngica [21,22]. Un miembro de la quinasa citoplasmática similar a un receptor (RLCK), que incluye la probable serina/treonina proteína quinasa similar a 27 (PBL27), que es un componente aguas abajo de CERK1, desempeña un papel importante en la detección de quitina y la señalización aguas abajo, lo que finalmente contribuye a la modulación de la inmunidad inducida por quitina en Arabidopsis [23]. Después del reconocimiento de quitina CERK1, PBL27 es fosforilado por CERK1. El PBL27 fosforilado participa posteriormente en la activación de MAPK [23]. Del mismo modo, la quinasa citoplasmática similar a un receptor en el arroz OsRLCK185 también puede ser fosforilada por OsCERK1 activado por quitina y provocar respuestas MAPK [24,25]. OsRLCK185 también fosforila la ferritina citoplasmática OsDRE2a, homólogos de arroz de la proteína Dre2 de levadura, para modular un estallido de ROS inducido por quitina [26]. Otros miembros de RLCK VII, incluidos OsRLCK57, OsRLCK107, OsRLCK118 y OsRLCK176, también están involucrados en varias vías de señalización de quitina [27–29].

Además, también se han identificado en Arabidopsis varios otros componentes posteriores implicados en la señalización mediada por CERK1-. Plant U-box protein 4 (PUB4) es una ubiquitina ligasa que interactúa con CERK1. Es un regulador positivo de la señalización de quitina a través de su papel en la producción de ROS y la deposición de callosa tras la percepción de oligosacáridos de quitina [30]. Los miembros de la cinasa VII citoplasmática similar al receptor de Arabidopsis, incluidos RLCK VII-4, RLCK VII-5, RLCK VII-7 y RLCK VII-8, funcionan corriente abajo de los PRR implicados en flagelina y señalización de quitina, contribuyen a la deposición de callosa y generación de ROS. Se demostró específicamente que RLCK VII-4 es importante para la señalización de quitina a través de su papel en la activación de la cascada de MAPK tras la percepción de quitina, conectando así un PRR con la señalización de MAPK [31]. Tomados en conjunto, estos resultados indican que el módulo de señalización CERK1-RLCK juega un papel conservado en la producción de ROS en Arabidopsis y arroz durante una respuesta inmune desencadenada por quitina [21-31].

Curiosamente, se demostró que el receptor de quitina CERK1 se une directamente a la quitina, con los tres dominios LysM extracelulares necesarios para la unión de la quitina, pero, de manera más significativa, sin ninguna otra proteína que interactúe, lo que proporciona evidencia de que CERK1 es una importante proteína de unión a la quitina en las plantas. 32]. El dominio de paramembrana yuxtamembrana (JM) conservado regula la actividad quinasa de CERK1 en Arabidopsis. Además, el dominio de paramembrana JM también desempeña un papel funcionalmente conservado en la activación de la señal de detección de quitina en Arabidopsis [33]. Finalmente, la dimerización de CERK1 inducida por quitina es el proceso biológico clave que es necesario para la transducción de señales inmunitarias inducidas por quitina [34]. Por ejemplo, la homodimerización de CERK1 inducida por ligandos es necesaria para los patrones moleculares de percepción de ligandos, activación de receptores y transducción de señales inmunitarias [34,35].

La fosforilación de proteínas también es un paso regulador clave en la señalización de LysM en plantas [23]. Primero, como CERK1 es una importante proteína de unión a quitina que está directamente involucrada en la unión de quitina por LysM, su percepción de la señal de quitina y la transmisión dependen de las modificaciones postraduccionales y la actividad de la quinasa [32]. Se sabe que CERK1 fosforila quinasas citoplasmáticas similares a receptores PBL27 en A. thaliana [23,36]. De manera similar, en el arroz, el factor de intercambio de nucleótidos de guanina para OsRac1 OsRacGEF1 es fosforilado por la quinasa citoplasmática OsCERK1 [22]. CERK1 también interactúa con LYK5 para detectar el oligosacárido de quitina y activar los componentes aguas abajo de la cascada de señalización de quitina; posteriormente, LYK5 se separa de CERK1 para entrar en vesículas y sufre endocitosis por fosforilación con CERK1 [37]. Después de la detección de quitina, CERK1 recluta la proteína fosfatasa 1 que interactúa con CERK1- (CIPP1), una fosfatasa Ser/Thr predicha, para desfosforilar Tyr428 y amortiguar la señalización de CERK1 [38].

Otros RLK y RLP que contienen el dominio LysM también existen en arroz y Arabidopsis y están involucrados en la señalización de quitina. Por ejemplo, las proteínas de unión a excitones de quitina (CEBiP) fueron las primeras RLP LysM de plantas descubiertas en el arroz [39]. El análisis de la estructura molecular del dominio de reconocimiento de quitina OsCEBiP mostró que las estructuras cristalinas de un ectodominio libre (ED) de OsCEBiP (OsCEBiP-ECD) contienen tres LysM en tándem, seguidas de un nuevo pliegue estructural de dominios ricos en cisteína [40]. El análisis estructural también mostró que la unión de quitina no puede afectar significativamente la conformación de OsCEBiP, pero la quitina en un "modo deslizante" provoca la agregación de OsCEBiP, que desempeña un papel clave en la percepción y transducción de varios inductores de quitina en células de arroz [39–41].

Además, OsLYP4 y OsLYP6, como LysM-RLP, también muestran afinidad por la quitina, posiblemente como pequeños receptores de quitina [42], los cuales pueden formar homo y heterodímeros e interactuar con CEBiP para participar en la transducción de señales de peptidoglicano (PGN) y quitina. [42,43]. OsCERK1 también se puede utilizar como enlace para enlazar con OsLYP4 y OsLYP6 [44]. Mientras que el homólogo de OsCEBiP en Arabidopsis, el dominio de motivo de lisina que contiene glicosilfosfatidilinositol-a-anchoredprotein2 (LYM2), muestra similitud con el CEBiP de arroz, no está involucrado en la señalización a pesar de la alta afinidad por la unión con el oligosacárido de p-quitina [44]. LYM2 media una reducción en el flujo molecular a través de plasmodesmos en presencia de quitina oligosacárido para inducir las respuestas de defensa contra el hongo patógeno Botrytis halal, pero LYM2 no es necesario para las respuestas de defensa desencadenadas por quitina mediadas por CERK1-, lo que indica que hay al menos dos vías de respuesta independientes activadas por quitina en Arabidopsis [44].

Además, se ha encontrado que varios otros homólogos de CEBiP en Arabidopsis están involucrados en la regulación de la transducción de señales de quitina y la inmunidad de las plantas, incluyendo LysM RLK1-quinasa interactiva 1 (LIK1), receptor LysM quinasa 3 (LYK3), LysM receptor quinasa 4 (LYK4) y receptor LysM quinasa 5 (LYK5) [37,44–47]. Varios oligómeros de quitina pueden inducir la heterodimerización de AtLYK5 y la homodimerización de AtCERK1, pero el heterodímero AtLYK5-AtCERK1 inducido por quitina es más fuerte que el homodímero AtCERK1 porque solo AtCERK1 contiene un dominio quinasa, que también se ha demostrado que es responsable de iniciar la señalización de quitina intracelular. 48].

Los factores reguladores negativos también desempeñan un papel clave en la expresión de genes de defensa básicos y tempranos inducidos por patógenos y en la protección del crecimiento de las plantas contra el daño inmunitario sostenido inducido por quitina [36]. Por ejemplo, AtLYK3 y LIK1 regulan negativamente la defensa vegetal inducida por quitina y actúan como componentes del complejo quinasa citoplasmática PBL27. Plant U-box protein 12 (PUB12) regula negativamente la inmunidad inducida por quitina [36,45,47]. El AtCERK1 activado por quitina desfosforila su residuo de tirosina 428 al reclutar CIPP1, que puede usarse como un mecanismo de retroalimentación negativa para bloquear la transducción de señales de quitina [38]. Sin embargo, aún se desconoce cómo las plantas equilibran estos regímenes de señalización positivos y negativos o si dependen de otras moléculas de señalización.

Finalmente, la respuesta inmune es una red compleja y precisa que incluye múltiples señales cruzadas durante las interacciones planta-patógeno, y los LysM no son una excepción [46]. AtLYK3 está implicado en la diafonía negativa mediada por la hormona ácido abscísico (ABA) con las respuestas inmunitarias de las plantas [46]. LIK1 regula positivamente la señalización de la hormona ácido jasmónico/etileno (JA/ET) y regula negativamente las respuestas de defensa de las plantas inducidas por quitina [47]. El dominio LysM de EMBRYO SAC 1 (OsEMSA1A) es responsable del desarrollo y la función de los blastocistos embrionarios [49]. Se requiere CERK1 en respuesta tanto a la simbiosis de micorrizas arbusculares (MA) como al estrés por sal en las plantas [50–53]. Estos resultados sugieren que CERK1, además de su participación en las respuestas inmunitarias como RLK, también realiza dos o más funciones mecánicamente independientes. Por ejemplo, CERK1 puede desempeñar un papel en el control de la muerte celular independiente de la quitina y no depende de su actividad quinasa [54].

Los oligosacáridos de quitina -1,4-N-acetilglucosamina oligómeros (GlcNAc), que actúan como la única estructura glucosídica de la pared celular fúngica, también funcionan como MAMP en las plantas, pero los -1,{ {4}}El glucano de polifilooligosacáridos de pepino también puede causar inmunidad activada por PAMP (PTI) mediada por el receptor CERK1 en Arabidopsis [55]. Arabidopsis CERK1 media en la inmunidad de las plantas en respuesta a la resistencia del no huésped a Fusarium oxysporum [56]. Recientemente se ha sugerido que OsCERK1 tiene un papel adicional en la causa de una respuesta inmunitaria inducida por lipopolisacáridos bacterianos (LPS) en el arroz [54]. Los alelos mutantes de Arabidopsis cerk1-4 no lograron acumular hidrolizados de proteínas extracelulares, lo que llevó a una mejora de la susceptibilidad o a la inducción de la senescencia [54]. Dado que cerk1–4, las plantas exhibieron respuestas de quitina normales, la muerte celular no estuvo relacionada con la actividad quinasa de AtCERK1 [54]. También se ha informado el papel de AtCERK1 en la tolerancia a la sal en Arabidopsis, AtCERK1 interactúa con la proteína del canal de calcio ANNEXIN 1 (ANN1), que es responsable del flujo de entrada de calcio inducido por la sal [50].

2.2. LysM en otras plantas

Los homólogos de CERK1 también tienen funciones biológicas importantes en otras plantas, especialmente en manipulaciones de inmunidad [57–59]. Las proteínas que contienen LysM también se diferencian funcionalmente en una variedad de procesos celulares. La proteína 1 que contiene LysM en morera (MmLYP1), un homólogo de CEBiP, tiene un efecto inhibidor sobre la quitina insoluble y depende de las proteínas 2 que contienen LysM (MmLYK2, homólogo de CERK1) durante las infecciones por ascomicetos [60]. En el algodón, dos quinasas similares al receptor LysM, Gh-LYK1 y Gh-LYK2, tienen cierto efecto sobre la resistencia del algodón al marchitamiento por Verticillium. Los tres dominios LysM de Gh-LYK1 y Gh-LYK2 son necesarios para su capacidad de unión a quitina, y el silenciamiento génico inducido por virus (VIGS) de Gh-LYK1 y Gh-LYK2 en plantas de algodón compromete la resistencia a Verticillium dahliae.

Sin embargo, Gh-LYK2 y Gh-LYK1 pueden contribuir de manera diferente a la defensa en el algodón. Gh-LYK2, pero no Gh-LYK1, es una pseudoquinasa, y la DE de Gh-LYK2 puede inducir la explosión de ROS en las plantas [58]. GhWAK7A en el algodón interactúa directamente con GhLYK5 y GhCERK1 y promueve la dimerización de GhLYK5-GhCERK1 inducida por quitina, que desempeña un papel esencial en la respuesta inducida por quitina [61]. Además, la proteína 1 similar al receptor tipo LysM (LYP1), la quinasa 7 similar al receptor que contiene LysM (LYK7) y la proteína 3 LysM extracelular (LysMe3) son receptores de membrana que reconocen las señales de quitina, que pueden activar los procesos de defensa aguas abajo y mejorar la resistencia. a V. dahliae [62]. A diferencia de OsCERK1 de arroz, las proteínas LysM en tomate presentan una divergencia funcional significativa [63]: en tomate, SlLYK10 y SlLYK12 participan en la regulación de la simbiosis AM, SlLYK1 participa en la respuesta inmune inducida por quitina y SlLYK13 está involucrada en la muerte celular [57]. ,64]. El homólogo de AtCERK1 de manzana, MdCERK1, mejora la resistencia a Alternaria alternata [59]. La quitinasa-A de Pteris ryukyuensis (PrChiA) tiene una actividad antifúngica y de unión a quitina [65], mientras que la quitinasa-A de Equisetum arvense (EaChiA) no la tiene [66]. La principal diferencia estructural entre PrChiA y EaChiA es el número de dominios LysM [66], pero no hay datos que sugieran que esto esté relacionado con diferencias en la actividad antifúngica. Además, la presencia de proteínas LysM en manzanas, uvas, papas y manzanos también se ha identificado y se ha demostrado que participa en las respuestas inmunitarias inducidas por quitina [59,67–69]. Las proteínas LysM en guisantes, petunias y alfalfa están involucradas en la simbiosis AM de la planta [70-73].

3. LysM inhibe la señalización de quitina en hongos

Muchos patógenos fúngicos codifican efectores exosómicos que contienen el mismo dominio LysM que los receptores de quitina de las plantas. La mayoría de los patógenos fúngicos inhiben la inmunidad de las plantas inducida por quitina al bloquear la detección o señalización de quitina [74–79]. Ecp6 en Cladosporium flavum, el primer efector de dominio LysM descubierto, quela la quitina durante la infección [74]. Los oligosacáridos de quitina liberados de la pared celular del micelio invasor por lisis celular o degradados por las quitinasas de las plantas se unen a los oligómeros de quitina para evitar la percepción de la planta, bloqueando la inmunidad de la planta provocada por la quitina [74,75]. Posteriormente, se ha descubierto un lote de efectores LysM fúngicos implicados en la inhibición de la inmunidad de las plantas.

Las proteínas estructurales extracelulares ChELP1 y ChELP2 de Colletotrichum higginsianum LysM del hongo ascomiceto que causa la enfermedad de la antracnosis en las plantas desempeña un papel dual en la unión, la función celular y la inmunosupresión de la planta desencadenada por quitina. ChELP1 y ChELP2 desempeñan un papel importante en el mantenimiento de la virulencia de los hongos y su capacidad para penetrar en las células de la epidermis y las membranas de celofán de Arabidopsis [79]. La metaloproteasa de fungalisina en el hongo de la antracnosis del maíz Colletotrichum graminicola (Cgfl) contiene no solo dos dominios LysM, sino también metaloproteinasas de zinc del dominio HEXXH del sitio catalítico conservado, y está ampliamente conservado en hongos. Tras la infestación del maíz, Cgfl se expresa específicamente durante la fase biotrófica, y se demostró que el hongo utiliza estrategias tanto mediadas por Cgfl como por la proteína LysM para controlar las señales de quitina mediante la supresión de la actividad de quitinasa del huésped [80]. De manera similar, el hongo del añublo del arroz Magnaporthe oryzae no solo se basa en la proteína LysM SLP1, sino también en el homólogo MoAa91 (de M. oryzae) de la familia de actividad auxiliar 9 proteína (Aa9) que se requiere para el reconocimiento de la superficie, así como para suprimir quitina inducida. respuestas inmunitarias de las plantas. MoAa91 está regulado por la señalización de proteína G (RGS) y proteínas similares a RGS que se requieren para el desarrollo del apresorio y también está sujeto a regulación negativa por el factor de transcripción MoMsn2. El mutante MoAa91 formó células adherentes inmaduras en la interfaz inducida artificialmente y los mutantes de eliminación de genes redujeron significativamente la patogenicidad.

Otros estudios demostraron que MoAa91 se secreta en el espacio exosomal donde se une con la quitina y los oligosacáridos de quitina compitiendo con el receptor inmunitario del arroz CEBiP, lo que da como resultado la inhibición de las respuestas inmunitarias de las plantas inducidas por la quitina [81]. La proteína ZtGT2 del patógeno del trigo Zymoseptoria tritici tiene la función de mantener la superficie más externa de la pared celular del hongo ayudando en la extensión de las hifas en las superficies sólidas. Está muy extendido en los hongos y su pérdida resultó en la pérdida de virulencia del patógeno en la superficie del huésped que surge de la dificultad en la extensión de las hifas. Una mutación en el ortólogo ZtGT2 en el hongo patógeno Fusarium graminearum dio como resultado una expresión constitutiva mejorada de varias transmembranas y proteínas secretadas, incluido el importante dominio LysM Zt3LysM, un efector de virulencia de unión a quitina del dominio LysM. Aunque la adhesión a las superficies de las hojas no se vio afectada en los mutantes afines de F. graminearum, un deterioro severo en el crecimiento de las hifas en los mutantes resultó en una pérdida similar de patogenicidad en este hongo no relacionado taxonómicamente en las espigas de trigo [82].

Mycosphaerella graminicola, que causa la enfermedad de la mancha de Septoria tritici del trigo, lleva los efectores Mg1LysM y Mg3LysM que son homólogos de la proteína efectora proteína extracelular 6 (Ecp6) del hongo patógeno biotrófico del moho de la hoja Cladosporium fulvum. Trabajos previos han demostrado que estos efectores fúngicos pueden unirse a la quitina y, por lo tanto, a su vez, proteger las hifas fúngicas contra las quitinasas derivadas de plantas, probablemente ayudando al patógeno a evadir la respuesta inmune del huésped activada a través de los receptores de quitina CERK1 y CEBiP [76,77]. La proteína estructural LysM de Magnaporthe grisea que secreta una proteína efectora, la proteína LysM 1 secretada (SLP1) y el efector LysM de Rhizoctonia solani (RsLysM) inhiben la inmunidad desencadenada por quitina al unirse a la quitina, pero no pueden proteger a las hifas de la hidrólisis [76,77, 83]. Un estudio de 18 proteínas LysM putativas en Penicillium spp. encontraron que los niveles de expresión de PeLysM1, PeLysM2, PeLysM3 y PeLysM4 aumentaron significativamente durante la infección por patógenos, pero no afectaron la virulencia fúngica. También se demostró que PeLysM3 regula la germinación de esporas y la tasa de crecimiento [84].

Sin embargo, los LysM fúngicos no siempre solo están involucrados en la manipulación de la inmunidad de la planta, lo que resulta en efectos nocivos para el huésped. Un efector LysM secretado identificado a partir de la especie de hongo modelo micorriza arbuscular (AM) Rhizophagus irregularis (RiSLM) es una de las proteínas efectoras más expresadas en el micelio intrarradical durante la simbiosis con el huésped Medicago truncatula. Los experimentos de unión in vitro han demostrado que RiSLM se une a los oligosacáridos de quitina para proteger las paredes celulares fúngicas de la quitinasa. Además, RiSLM puede interferir eficazmente con la respuesta inmunitaria desencadenada por la quitina para subvertir la inmunidad desencadenada por la quitina durante la simbiosis, lo que apunta a un papel común de los efectores LysM en hongos simbióticos y patógenos en algún momento de la evolución [85,{{2} }]. En una nota similar, el hongo beneficioso Trichoderma viride emplea efectores como Tal6 que secuestran oligómeros de GlcNAc, lo que interfiere con la percepción de N-acetilglucosamina derivada de hongos por parte de la maquinaria de vigilancia de la planta que conduce a la protección de las hifas fúngicas de las quitinasas del huésped [87].

La N-glicosilación como una modificación postranscripcional es un mecanismo típico para que los patógenos fúngicos utilicen ampliamente los efectores para modular su capacidad de evadir la inmunidad del huésped [88]. La N-glicosilación mediada por Alg3-de Slp1 es necesaria para su estabilidad proteica y su afinidad por la quitina. Se requiere N-glicosilación con la ayuda de Slp1 para evadir la inmunidad innata del huésped [88]. ChELP1 y ChELP2 también están N-glicosilados [79]. Estos estudios sugieren que la N-glicosilación es esencial y es una modificación común para que los efectores LysM fúngicos logren una afinidad ultraalta por la quitina [88]. La identificación y comparación a gran escala de proteínas de N-glicosilación en varias etapas de desarrollo biológico del hongo patógeno Magnaporthe oryzae mostró que se identificaron 559 sitios de N-glicosilación de 355 proteínas; la mayoría de ellos están involucrados en diferentes procesos de desarrollo biológico, como el micelio, los conidios y la unión y diferenciación celular [89].

4. Manipulación de enclavamientos LysM de las respuestas de inmunidad entre plantas y patógenos

La visión actual de las respuestas de defensa inducibles en las interacciones planta-patógeno está bien capturada en el llamado modelo en zigzag. En este modelo, la primera defensa inducida es activada por los PRR, y los PRR son receptores de superficie celular que reconocen MAMP [90]. Esta respuesta de defensa incluye el fortalecimiento de la pared celular local, la producción de especies reactivas de oxígeno y la producción y liberación de compuestos antimicrobianos, que juntos previenen la mayoría de las invasiones microbianas [1,3,7,90]. Cuando los patógenos superan con éxito las defensas del huésped mediante el uso de efectores secretados, se establece la susceptibilidad desencadenada por efectores, que es un elemento clave del modelo en zigzag [1]. Las proteínas LysM, los miembros importantes que están presentes tanto en las plantas como en los hongos, deberían desempeñar un papel importante para interconectar la modulación de la inmunidad entre las plantas y los patógenos.

Durante las interacciones hongo-planta, cuando los hongos atraviesan la barrera de la primera planta y se involucran en la superficie del huésped, las proteínas LysM de la planta funcionan como PRR para reconocer la quitina e inducir la inmunidad. La planta emplea quitinasa secretora para hidrolizar la pared celular fúngica y liberar oligoquitina libre. Posteriormente, las señales de defensa son transmitidas por la quinasa citoplasmática LysM aguas abajo, lo que desencadena la respuesta inmune de la planta para suprimir la proliferación de hongos. Por el contrario, los hongos secretan proteínas LysM para suprimir la inmunidad inducida por quitina. Las proteínas LysM microbianas protegen la pared celular fúngica de la hidrólisis uniéndose a la superficie más externa o compitiendo con los receptores LysM de las plantas para unirse a los fragmentos de quitina y, en última instancia, superar la inmunidad de la planta para facilitar la infección fúngica.

Por lo tanto, las proteínas LysM interconectan la manipulación de la inmunidad entre plantas y patógenos. Esto ha sido bien demostrado en Verticillium spp. En el algodón, varias proteínas LysM tienen cierto efecto sobre la resistencia del algodón al marchitamiento por Verticillium, incluidas Gh-LYK1, Gh-LYK2 y GhLYK5 [58], a través de su capacidad de unión a quitina. En V. dahliae, el efecto de LysM de Vd2 contribuye a la virulencia del patógeno y se une a la quitina para suprimir las respuestas inmunes inducidas por quitina, protegiendo así a las hifas fúngicas contra la hidrólisis por las enzimas hidrolíticas de la planta [91]. Los patógenos no solo usan los efectores LysM para bloquear la inmunidad de las plantas al interactuar con el polímero de quitina para proteger el micelio, ya que Verticillium alfalfa también secreta la proteína de unión a quitina Verticillium nonalfalfae (VnaChtBP) que contiene un dominio de unión a carbohidratos 18 (CBM18) que interactúa con el polímero de quitina [92]. Además, un estudio reciente sobre V. dahliae encontró que la eliminación de un gen de polisacárido desacetilasa (VdPDA1) afectó seriamente la patogenicidad de V. dahliae [93]. VdPDA1 tiene una fuerte actividad de desacetilasa de oligómero de quitina en oligosacáridos de quitina solubles en el entorno alcalino. Otros estudios revelaron que los oligosacáridos de quitina desacetilados impiden el reconocimiento de los receptores LysM, lo que conduce al bloqueo de la transmisión de señales inmunitarias con sentido de quitina en el intracelular, lo que suprime la respuesta inmunitaria del huésped durante el host-V. interacción dahliae [93]. Por lo tanto, los hongos patógenos pueden bloquear la señalización de quitina al (1) secretar efectores corporales extracelulares con alta afinidad por los oligómeros de quitina, (2) secretar efectores que compiten con la quitina para unirse a las quinasas del receptor LysM de la planta, (3) desacetilar la quitina para evitar la respuesta inmune

5. Conclusiones y perspectivas para futuros estudios

La carrera armamentista coevolutiva entre hongos y plantas da como resultado una respuesta de defensa de las plantas a la quitina fúngica a través de la manipulación de la inmunidad entre plantas y patógenos. Los hongos exitosos han desarrollado proteínas efectoras LysM que interfieren con las respuestas inmunes mediadas por LysM de las plantas que eventualmente conducen a la susceptibilidad de las plantas. A su vez, las plantas han desarrollado receptores LysM para estimular las respuestas de defensa. Cuando los hongos evolucionan para producir nuevos efectores LysM o interfieren con la inmunidad del huésped de otras formas, se cree que las plantas también responderán con nuevos receptores LysM para mantener la inmunidad de la planta.

Lejos de comprender las proteínas LysM en plantas y hongos, los temas prioritarios para impulsar la investigación en el futuro cercano incluyen los siguientes: (1) la comprensión actual de los efectores LysM fúngicos y sus mecanismos inhibidores en la señalización de la quitina de las plantas necesita un mayor avance, incluido el emergente el papel de otros efectores fúngicos implicados en la interconexión de la modulación de la inmunidad tanto por parte del huésped como del patógeno, o el descubrimiento de receptores LysM vegetales desconocidos, etc.; (2) identificación de las características diferentes/comunes de las proteínas LysM de plantas y hongos y sus relaciones evolutivas (esto facilitaría la comprensión de la coevolución de cómo LysM interconecta la manipulación de la inmunidad entre plantas y patógenos); (3) a excepción de la función de manipulación de la inmunidad durante las interacciones planta-hongo, cuáles son las otras funciones de las proteínas LysM, especialmente en los hongos (además de los miembros involucrados en la manipulación de la inmunidad, las funciones biológicas de algunos otros miembros de las proteínas LysM aún son poco claro); y (4) las proteínas fúngicas LysM actúan como efectores para proteger la pared celular de la hidrólisis por parte de las quitinasas de las plantas y manipular la inmunidad durante las interacciones planta-hongo. Sin embargo, el papel de las proteínas LysM en la simbiosis AM también necesita más investigación para facilitar el uso de microbios beneficiosos para la salud de las plantas y lograr la seguridad alimentaria de forma sostenible.

Contribuciones de autor:

X.-YY y X.-FD concibieron el tema del artículo. S.-PH escribió el borrador original. J.-JL, J.-PL y WJ participaron en la preparación y revisión del manuscrito. ND y J.-YC brindaron asistencia en la edición. Todos los autores han leído y aceptado la versión publicada del manuscrito.

Fondos:

Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (2018YFE0112500), el Programa Elite de Jóvenes (Academia China de Ciencias Agrícolas, CAAS) a J.-YC, la subvención del Programa de Innovación en Ciencia y Tecnología Agrícolas a X. -FD, y una subvención de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (32001845) a WJ

Declaración de la Junta de Revisión Institucional:

No aplica.

Declaración de consentimiento informado:

No aplica.

Declaración de disponibilidad de datos:

No aplica.

Expresiones de gratitud:

Pedimos disculpas de antemano a todos los investigadores cuyas investigaciones no pudieron citarse adecuadamente debido a limitaciones de espacio. Extendemos nuestro agradecimiento especial a Krishna V. Subbarao (Universidad de California, Davis) por sus útiles sugerencias.

Conflictos de interés:

Los autores declaran no tener conflicto de intereses.

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