Aislamiento preparativo y purificación de cuatro compuestos de Cistanches Deserticola YC Ma por cromatografía a contracorriente de alta velocidad
Mar 06, 2022
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Resumen:
Después de un paso de enriquecimiento de constituyentes en una columna de gel de sílice, cuatroglucósidos feniletanoidesfueron aislados con éxito deCistanches deserticay purificado por cromatografía en contracorriente de alta velocidad preparativa (HSCCC) con un sistema de disolvente de dos fases compuesto por acetato de etilo-n-butanol-etanol-agua (40:6:6:50, v/v /v/v). Un total de 30,9 mg de acteósido, 13,0 mg de isoactósido, 12,5 mg de siringalida A 3'- -L-ramnopiranósido y 7,2 mg de 2'-acetilactósido con una pureza superior al 95 por ciento, según lo determinado por HPLC-ELSD. obtenido en un solo paso de separación de 297 mg deExtracto de Cistanche deserticola, respectivamente. Sus estructuras fueron identificadas por HR-MS, 1H-NMR y 13C-NMR.
Palabras clave: cromatografía a contracorriente de alta velocidad;Cistanches deserticola YC Ma;glucósidos de feniletanoide; acteósido; isoactósido; siringalida A 3'- -L-ramnopiranósido; 2'-acetillacteosido.
Introducción
Cistanches deserticaYC Ma, una especie deCistanchesque pertenece a la familia Orobanchaceae, es una reconocida Medicina Tradicional China para el tratamiento de la deficiencia renal, la infertilidad femenina, la leucorrea mórbida, la neuropraxia y el estreñimiento senil [1]. Es una planta parásita que se encuentra ampliamente distribuida en el noroeste de China. Hasta el momento, se han aislado de esta especie varios compuestos, incluidos los glucósidos feniletanoides (PhG), los iridoides y los lignanos [2]. Se ha informado que algunas de las PhG poseen actividades antioxidantes, hepatoprotectoras y neuroprotectoras [3–6]. Sin embargo, el procedimiento de aislamiento y purificación de PhG es difícil y requiere mucho tiempo. Además, los métodos cromatográficos múltiples clásicos no solo utilizan una gran cantidad de disolventes orgánicos, sino que también dan una menor recuperación de la muestra. La cromatografía en contracorriente de alta velocidad (HSCCC), una técnica cromatográfica de partición líquido-líquido sin soporte, ofrece una excelente recuperación de muestras en comparación con algunos métodos convencionales y se ha utilizado ampliamente para la separación y purificación de diversos productos naturales [7–9] . Aunque se han purificado varias PhG a partir deCistanchesgénero y otros por HSCCC [10–14], ningún artículo ha informado sobre la purificación de acteoside, isoacteoside, syringalide A 3'- -L-ramnopiranósido y 2'-acetilacteoside en un sistema bifásico.
En este artículo, presentamos un método simple para la separación y purificación de cuatro PhG de C. deserticola. Finalmente, se obtuvieron 30,9 mg de acteósido, 13,0 mg de isoactósido, 12,5 mg de siringalida A 3'- -L-ramnopiranósido y 7,2 mg de 2'-acetilactósido en un solo paso. separación de 297 mg de fracción con purezas del 99 por ciento, 95 por ciento, 99 por ciento y 98 por ciento, respectivamente. Sus estructuras se caracterizaron en base a datos espectrales de 1H- y 13C-NMR y espectros HR-MS. Las estructuras de los cuatro PhG identificados en esta investigación se muestran en la Figura 1.
Resultados y discusión
Análisis HPLC del extracto crudo
La fracción enriquecida con constituyentes del extracto n-butanoico de C. deserticola se analizó por HPLC-UV. La columna utilizada fue una Accurasil C18 (250 mm × 4,6 mm, id 5 μm) (Thermo-Fisher Scientific Instruments, ciudad, abreviatura del estado, EE. UU.), la fase móvil fue metanol-agua (30:70, v/v). El caudal fue de 1 ml/min. La longitud de onda del detector se fijó en 254 nm. El cromatograma de HPLC se muestra en la Figura 2. Los picos 1 a 4 corresponden a acteósido (1), isoactósido (2), siringalida A 3'- -L-ramnopiranósido (3) y 2'-acetilactósido (4), respectivamente.
Selección del sistema de solvente de dos fases
La separación exitosa por HSCCC depende en gran medida de la selección de un sistema de solvente de dos fases adecuado, el sistema de solvente de dos fases se seleccionó de acuerdo con los valores del coeficiente de partición (K) de cada componente objetivo y un rango óptimo de K debe ser de {{ 2}}.5 a 2.
En el experimento, los valores de K para los componentes objetivo de varios sistemas solventes de dos fases se muestran en la Tabla 1 (aunque un poco más altos para el pico 4, los resultados demostraron ser aceptables). Entre ellos, acetato de etilo-n-butanol-etanol-agua (40:6:6:50, v/v/v/v) proporcionó coeficientes de partición adecuados para los compuestos objetivo. Eventualmente, el sistema de solvente compuesto por acetato de etilo-n-butanol-etanol-agua (40:6:6:50, v/v/v/v) se usó para aislar y purificar cuatro compuestos de C. deserticola, como se muestra en Figura 3. Como se muestra en la Figura 2, el análisis HPLC de cada fracción de HSCCC reveló que cuatro PhG puros (actósido, 99 %; isoactósido, 95 %; siringalida A 3′- -L-ramnopiranósido 99 % y 2′- acetilacteoside 98 por ciento) podría obtenerse de la fracción cruda.
Experimental
Aparato
El equipo HSCCC empleado en el presente estudio fue un sistema de cromatografía en contracorriente de alta velocidad TBE-300B (Shanghai Tauto Biotech Co., Shanghai, China) con tres columnas preparativas de separación de bobina multicapa conectadas en serie (diámetro del tubo=2.6 mm, volumen total=300 mL) y un loop de muestra de 20 mL. El radio de revolución o la distancia entre el eje del soporte y el centroeje de la centrífuga (eje de la centrífuga (R) era de 5 cm, y el valor varió de 0.5 en la terminal interna a 0.8 en la terminal externa (=r/R, donde r es la distancia desde la bobina hasta el eje del soporte). Se utilizó un implemento de circulación de temperatura constante HX 105 (Beijing Changliu Lab Instrument Company, Beijing, China) para controlar la temperatura en el experimento. El sistema HSCCC estaba equipado con una bomba de flujo constante y presión media modelo TBP-5002, un detector UV modelo TBP-2000 que operaba a 254 nm y una estación de trabajo modelo V4.0 (Jinda Biochemistry Instrument Company, Shanghai, China).
El equipo de cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) utilizado fue un sistema Agilent 1200 que consta de una bomba binaria G1312A, un inyector automático G1329A, un detector de longitud de onda variable (VWD) G1314A, un compartimento de columna termostatizado G1316A, un desgasificador G1379B y un LC Agilent. puesto de trabajo. Se usó un ELSD Alltech 3300 para la detección de las purezas. Se utilizaron espectrómetros Agilent 6520 Q-TOF y Bruker AVANCE III 500-NMR para la identificación estructural de los compuestos. Los espectros de 1H y 13C-RMN (a 500 y 125 MHz, respectivamente) se midieron a temperatura ambiente (22 grados/295,1 K).
Reactivos y materiales
El acetato de etilo, el n-butanol y el etanol eran de grado analítico y el metanol era de grado HPLC. Todos los solventes se compraron a Tianjin Concord Technology Company (Tianjin, China). Se utilizó agua Milli-Q (18,2 MΩ) (Millipore, Bedford, MA, EE. UU.) para todas las soluciones y diluciones. El rizoma de C. deserticola se recolectó en la provincia de Mongolia Interior, República Popular de China, en junio de 2009. La planta fue identificada por el Prof. Lijuan Zhang y se depositó un espécimen de prueba (No. 20091001) en nuestro laboratorio.
Preparación de Muestra Cruda
Tallos carnosos secados al aire en polvo de C. deserticola (1 kg) se sometieron a reflujo dos veces con etanol acuoso (8 l, 60 por ciento v/v) durante 2 h cada vez. El extracto se evaporó a presión reducida ya una temperatura de 60 grados hasta la total evaporación del etanol. El residuo se suspendió en agua y se extrajo sucesivamente tres veces con cloroformo, acetato de etilo y n-butanol, proporcionando 5,16 g de extracto n-butanoico después de evaporar a sequedad bajo presión reducida. Luego, el extracto de n-butanoico se separó en una columna de gel de sílice (malla 200-300) usando elución en gradiente progresivo (CHCl3-MeOH, 10: 1→1: 1) para dar ocho fracciones. La fracción 6 (297 mg) se usó para mayor aislamiento y separación de HSCCC.
Selección de los sistemas bifásicos con disolvente
Los sistemas de solventes de dos fases se seleccionaron de acuerdo con el coeficiente de partición (K) de los componentes objetivo en la fracción de C. deserticola. Los valores de K se determinaron mediante análisis de CL como sigue: Se disolvió una cantidad adecuada de polvo de extracto bruto (fracción 6) en la fase inferior del sistema disolvente y se analizó mediante HPLC. Las áreas de los picos se registraron como A1. Luego se agregó un volumen igual de la fase superior a la solución y se mezcló completamente para alcanzar el equilibrio de partición. A continuación, la fase inferior se analizó de nuevo por HPLC. Las áreas de los últimos picos se registraron como A2. Los valores K se calcularon de acuerdo con la siguiente ecuación: K=(A1 − A2)/A2 [15,16].
Preparación del sistema de solvente bifásico y la solución de muestra
En el presente estudio, se utilizó el sistema de solventes de dos fases compuesto por acetato de etilo-n-butanol-etanol-agua (40:6:6:50, v/v/v/v) para la separación de HSCCC. Cada disolvente se añadió a un embudo de decantación y se equilibró completamente a temperatura ambiente. La fase superior y la fase inferior se separaron y desgasificaron mediante sonicación durante 30 minutos poco antes de su uso. La solución de muestra se preparó disolviendo 297 mg de la Fracción 6 en 15 ml de la fase inferior de acetato de etilo-n-butanol-etanol-agua (40:6:6:50, v/v/v/v).
Procedimiento de Separación HSCCC
HSCCC se realizó de la siguiente manera. La columna en espiral multicapa se llenó primero con la fase estacionaria orgánica superior. A continuación, la fase móvil acuosa inferior se bombeó al extremo de cabeza de la columna a un caudal de 1,5 ml/min y, al mismo tiempo, se hizo funcionar el aparato HSCCC a una velocidad de revolución de 900 rpm. Después de que se estableciera el equilibrio hidrodinámico, como lo indica una fase móvil transparente que eluía en la salida de la cola (alrededor de dos horas después), se inyectó una solución de muestra de 15 ml que contenía 297 mg del extracto crudo (fracción 6) a través de la válvula de inyección. El efluente de la columna se controló continuamente a 254 nm. Se recogieron cuatro fracciones de pico de acuerdo con el cromatograma y luego se evaporaron a presión reducida. La temperatura del aparato se fijó en 25 grados.
Análisis HPLC e identificación de fracciones máximas de HSCCC
Las fracciones pico de HSCCC se analizaron por HPLC-ELSD. La columna utilizada fue una Accurasil C18 (250 mm × 4,6 mm, id 5 μm), la fase móvil fue metanol-agua (30:70, v/v). El caudal fue de 1 ml/min. ELSD se hizo funcionar en las siguientes condiciones: temperatura 45 grados, gas 1,6 l/min. La identificación estructural de las cuatro fracciones máximas de HSCCC se llevó a cabo mediante espectroscopia HR-ESI-MS, 1H y 13C-NMR.
La Identificación Estructural
Fracción I: HR-ESI-MS observado en m/z 623,2001 (M−H)−, calculado para C29H35O15, 623,1981. 1H-RMN (500 MHz, CD3OD) δ ppm: 1,09 (3H, d, J=6 Hz, CH3 de ramnosa), 2,79 (2H, t, J=7,5 Hz, Ar-CH 2-), 4,37 (1H, d, J=8 Hz, H-1 de glucosa), 5,18 (1H, d, J=1 Hz, H{{34} } de ramnosa), 6,27 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,59 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar -CH=CH-), 6,5–7,1 (6H, aromático H).13C-NMR (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 131,5 (C-1), 117,2 (C{{65} }), 146,2 (C-3), 144,7 (C-4), 116,4 (C-5), 121,3 (C-6), 72,4 (C- ), 36,6 (C- ), 127,7 (Caf-1), 115,3 (Caf-2), 146,9 (Caf-3), 149,8 (Caf-4), 116,6 (Caf{{ 98}}), 123,2 (Caf-6), 168,3 (Caf- ), 114,8 (Caf- ), 148,1 (Caf- ), 104,3 (G-1), 76,1 (Glc{{116} }), 81,7 (Glc-3), 70,5 (Glc-4), 76,3 (Glc-5), 62,4 (Glc-6), 103,1 (Rha{{131} }), 72,3 (Rha-2), 72,1 (Rha-3), 73,9 (Rha-4), 70,7 (Rha-5), 18,5 (Rha{{146} }). En comparación con los datos proporcionados en la literatura [17], la fracción I correspondía al acteósido.
Fracción II: HR-ESI-MS observado en m/z 623,1987 (M−H)−, calculado para C29H35O15, 623,1981. 1H-RMN (500 MHz, CD3OD) δ ppm: 1,25 (3H, d, J=6,5 Hz, CH3 de ramnosa), 2,78 (2H, t, J=7 Hz, Ar-CH2-), 4,33 (1H, d, J=8 Hz, H-1 de glucosa), 5,17 (1H, d, J {{ 33}} Hz, H-1 de ramnosa), 6,28 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,56 (1H, d, J=15.5 Hz, Ar-CH=CH-), 6.5–7.0 (6H, H aromático). 13C-RMN (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 131,5 (C-1), 117,2 (C-2), 146,2 (C-3), 144,7 (C-4 ), 116,5 (C-5), 121,3 (C-6), 72,4 (C- ), 36,7 (C- ), 127,8 (Caf-1), 115,2 (Caf{{89 }}), 146,8 (Caf-3), 149,7 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 169,2 (Caf- ), 115,0 (Caf-), 147,3 (Caf-), 104,5 (G-1), 75,5 (Glc-2), 84,2 (Glc-3), 70,1 (Glc-4 ), 75,7 (Glc-5), 64,7 (Glc-6), 102,8 (Rha-1), 72,4 (Rha-2), 72,4 (Rha-3 ), 74,1 (Rha-4), 70,5 (Rha-5), 17,9 (Rha-6). Los datos espectrales de 1H-NMR y 13C-NMR estaban de acuerdo con los del isoactósido según se informa en la literatura [18].
Fracción III: HR-ESI-MS observado en m/z 6{{108}}7,2032 (M−H)−, calculado para C29H35O14, 607,2032. 1H-RMN (500 MHz, CD3OD) δ ppm: 1,09 (3H, d, J=6 Hz, CH3 de ramnosa), 2,84 (2H, t, J=7,5 Hz, Ar-CH 2-), 4,37 (1H, d, J=8 Hz, H-1 de glucosa), 5,19 (1H, d, J=1,5 Hz, H{{ 35}} de ramnosa), 6,27 (1H, d, J=16 Hz, Ar-CH=CH-), 7,59 (1H, d, J=16 Hz, Ar-CH =CH-), 6,6–7,1 (7H, H aromático). 13C-RMN (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 130,8 (C-1), 116,2 (C-2), 130,9 (C-3), 156,8 (C-4 ), 130,8 (C-5), 116,2 (C-6), 72,4 (C- ), 36,4 (C- ), 127,8 (Caf-1), 114,8 (Caf{{88 }}), 149,8 (Caf-3), 146,9 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 168,3 (Caf- ), 115,4 (Caf- ), 148,0 (Caf- ), 104,3 (G-1), 76,3 (Glc-2), 81,7 (Glc-3), 70,4 (Glc-4 ), 76,1 (Glc-5), 62,5 (Glc-6), 103,0 (Rha-1), 72,3 (Rha-2), 72,2 (Rha-3 ), 73,9 (Rha-4), 70,7 (Rha-5), 18,4 (Rha-6). Según la literatura [18], la fracción III correspondía a la siringalida A 3'- -L-ramnopiranósido.
Fracción IV: HR-ESI-MS observado en m/z 665,21{{20}} (M−H)−, calculado para C31H37O16, 665,2087. 1H-RMN (500 MHz, CD3OD) δ ppm: 1,09 (3H, d, J=6,5 Hz, CH3 de ramnosa), 2,00 (3H, s, OAc), 2,72 (2H, t, J { {25}}.5 Hz, Ar-CH2-), 4.55 (1H, d, J=8 Hz, H-1 de glucosa), 4.90 (1H, d, J { {37}} Hz, H-1 de ramnosa), 6,29 (1H, d, J=15,5 Hz, Ar-CH=CH-), 7,62 (1H, d, J=15.5 Hz, Ar-CH=CH-), 6.5–7.0 (6H, H aromático). 13C-RMN (125 MHz, CD3OD) δ ppm: 131,9 (C-1), 117,3 (C-2), 146,1 (C-3), 144,7 (C-4 ), 116.4(C-5), 121.4 (C-6), 72.7 (C- ), 36.4 (C- ), 127.7 (Caf-1), 115.4 (Caf{{93 }}), 146,9 (Caf-3), 149,9 (Caf-4), 116,6 (Caf-5), 123,2 (Caf-6), 168,1 (Caf- ), 114,7 (Caf- ), 148,2 (Caf- ), 101,8 (G-1), 75,3 (Glc-2), 80,3 (Glc-3), 70,8 (Glc-4 ), 76,2 (Glc-5), 62,3 (Glc-6), 103,3 (Rha-1), 72,0 (Rha-2), 71,8 (Rha-3 ), 73,7 (Rha-4), 70,8 (Rha-5), 18,5 (Rha-6), 171,5 (C=O), 20,9 (OAC). Los datos espectrales de 1H-NMR y 13C-NMR estaban de acuerdo con los del 2'-acetilacteoside [17].
Conclusiones
Un método HSCCC para la separación preparativa y purificación de acteoside, isoacteoside, syringalide A 3'- -L-rhamnopyranoside y 2'-acetylacteoside fromCistanches deserticola YC Mafue establecido. El presente estudio indica que HSCCC es una técnica muy poderosa para la separación preparativa y purificación de componentes bioactivos de materiales vegetales. Además, los compuestos se pueden aislar a una escala suficientemente grande con purezas elevadas y luego se pueden usar como sustancias de referencia para cromatografía o estudios de bioactividad. El método es una técnica factible, económica y eficiente para el aislamiento preparatorio rápido de productos naturales complicados.
Expresiones de gratitud
Este trabajo fue apoyado por el Programa para Becarios de Changjiang y Equipos de Investigación Innovadores en la Universidad (PCSIRT), el Proyecto del Plan de Cooperación Internacional del Ministerio de Ciencia y Tecnología de China (2008DFB30070) y el Programa Científico de Left Banner of Alashan ({{2 }}).
Referencias
1. Comisión de la Farmacopea China. Farmacopea de la República Popular China; Editorial Médica Popular: Beijing, China, 2010; Volumen 1, pág. 126.
2. Jiang, Y.; Ma, PF Análisis de constituyentes químicos en especies Cistanche. J. Chromatogr. 2009, 1216, 1970–1979.
3. Morikawa, T.; Pan, Y.; Ninomiya, K.; Imura, K.; Matsuda, H.; Yoshikawa, M.; Yuan, D.; Muraoka, O. Aminoglucósidos feniletanoides acilados con actividad hepatoprotectora de la planta del desierto Cistanche tubulosa. Bioorg. Medicina. química 2010, 18, 1882–1890.
4. Chen, H.; Jin, FC; Li, CL; mar, PF; Zhang, QS; Wang, ZH El echinacósido previene la disminución de los niveles extracelulares del cuerpo estriado de neurotransmisores de monoamina en ratas con lesión de 6-hidroxidopamina. J. Etnofarmaco. 2007, 114, 285–289.
5. Muraoka, O.; Ninomiya, K.; Morikawa, T.; Wakayama, H.; Matsuda, H.; Yoshikawa, M. Constituyentes hepatoprotectores de los tallos de Cistanche tubulosa. Yakugaku Zasshi 2007, 127, 49–51.
6. Koo, KA; Cantado, SH; parque, OH; Kim, SH; Lee, KY; Kim, YC Actividades neuroprotectoras in vitro de los glucósidos feniletanoides de Callicarpa dichotoma. Planta Med. 2005, 71, 778–780.
7. Li, M.; Liu, RM; Sol, AL; Wu, SJ; Liu, NN Separación y purificación de rutina y acacia de la hierba medicinal china Herba Cirsii mediante combinación de resina de adsorción macroporosa y cromatografía a contracorriente de alta velocidad. J. Chromatogr. ciencia 2009, 47, 329–332.
8. Yin, H.; Zhang, S.; Luo, XM; Liu, YH Aislamiento preparativo y purificación de dos glucósidos benzoxazinoides de Acanthus ilicifolius L. por cromatografía de contracorriente de alta velocidad. J. Chromatogr. 2008, 1205, 177–181.
9. Peng, AH; Li, R.; Hu, J.; Chen, LJ; Zhao, X.; Luo, HD; Vosotros, HY; Yuan, Y.; Wei, YQ Separación por cromatografía en contracorriente de alta velocidad con gradiente de velocidad de flujo de cinco diterpenoides de Triperygium wilfordii y aumento de escala. J. Chromatogr. 2008, 1200, 129–135.
10. Xie, J.; Deng, J.; Tan, F.; Su, J. Separación y purificación de echinacósido de Penstemon barbatus (Can.) Roth mediante el reciclaje de cromatografía en contracorriente de alta velocidad. J. Chromatogr. B2010, 878, 2665–2668.
11. Li, L.; Tsao, R.; Yang, R.; Liu, C.; joven, JC; Zhu, H. Aislamiento y purificación de glucósidos feniletanoides deCistanche deserticapor cromatografía en contracorriente de alta velocidad. Química alimentaria 2008, 108, 702–710.
12. Li, L.; Tsao, R.; Liu, ZQ; Liu, SY; Yang, R.; joven, JC; Zhu, HH; Deng, ZY; Xie, MI; Fu, ZH Aislamiento y purificación de acteósido e isoactósido de Plantago psyllium L. mediante cromatografía a contracorriente de alta velocidad. J. Chromatogr. 2005, 1063, 161–169. Moléculas 2012, 17 8284
13. Ley, L.; Yang, FQ; Zhang, TY; mar, PF; Wu, LJ; Ito, Y. Aislamiento preparativo y purificación de acteósido y 2'-acetil acetósido de la salsa Cistanches (CA Mey.) G. Beck mediante cromatografía a contracorriente de alta velocidad. J. Chromatogr. 2001, 912, 181–185.
14. Ley, L.; Yang, FQ; Zhang, TY; mar, PF; Wu, LJ; Chen, FK; Ito, Y. Aislamiento preparativo y purificación de glucósidos de feniletanoide a partir del extracto de heces de perros beagle mediante cromatografía de contracorriente de alta velocidad. J. Liq. Cromatogr. Relativo Tecnología 2001, 24, 2187–2195.
15. Gao, SY; Feng, B.; Zhu, RN; Ma, JK; Wang, W. Aislamiento preparativo de tres antraquinonas de Rumex japonicus mediante cromatografía a contracorriente de alta velocidad. Moléculas 2011, 16, 1201–1210.
16. Él, F.; Bai, YH; Wang, J.; Wei, J.; Yu, CY; Li, S.; Yang, WL; Han, CH Aislamiento y purificación de oridonina de toda la planta de Isodon rubescens mediante cromatografía a contracorriente de alta velocidad. Moléculas 2011, 16, 7949–7957.
17. Kobayashi, H.; Oguchi, H.; Takizawa, N.; Miyase, T.; Ueno, A.; Usmanghani, K.; Ahmad, M. Nuevos glucósidos feniletanoides de cistanche tubulosa (Schrenk) Hook. F. I. Química. Farmacia Toro. 1987, 35, 3309–3314.
18. Yoshizawa, F.; Deyama, T.; Takizawa, N.; Usmanghani, K.; Ahmad, M. Los constituyentes de cistanche tubulosa (Schrenk) Hook. F. II. Aislamiento y estructuras de un nuevo glucósido feniletanoide y un nuevo glucósido neolignano. química Farmacia Toro. 1990, 38, 1927–1930.
