Aislamiento guiado por actividad de composiciones fenólicas de Anneslea Fragrans Wall. y su efecto citoprotector contra el estrés oxidativo inducido por peróxido de hidrógeno en células HepG2, parte 2

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2.7. Efecto inhibitorio sobre la generación de ROS intracelular

El estrés oxidativo es una especie de desequilibrio entre la oxidación y la antioxidación en el cuerpo [28]. La acumulación excesiva de ROS puede provocar estrés oxidativo que puede dañar las células y los tejidos, como los lípidos, las membranas y el ADN [29]. Los antioxidantes, incluidos los polifenoles y los flavonoides, pueden ayudar al cuerpo a reducir estos daños causados ​​por las ROS. En general, H, O, se usa ampliamente para inducir la producción intracelular desordenada de ROS y afectar la defensa antioxidante de las células [30]. En nuestro presente estudio, se eligió H2O2 para inducir la acumulación anormal de ROS intracelular y afectar la defensa antioxidante de las células. Para evaluar el efecto inhibitorio sobre la generación de ROS intracelular en células HepG2 inducidas por H,O2-, los niveles de ROS intracelulares se analizaron mediante citometría de flujo. Brevemente, las células HepG2 se cultivaron en una placa de 6-pocillos (1 × 10 grados de células/pocillo). Después de 24 h de incubación de 50 ug/ml de diferentes extractos o 8 ug/mL de Vc (grupo positivo), todos los grupos excepto el grupo control fueron inducidos por HO, durante 6 h. Se probaron los niveles intracelulares de ROS de cada compuesto (Figura 3). La relación de generación de ROS aumentó significativamente a 215,64 ± 9,80 por ciento en H2O, el grupo tratado en comparación con el grupo de control (100 por ciento). En comparación con el grupo tratado con H, O,, los compuestos 2, 5 y 6 suprimieron notablemente la producción intracelular de ROS (p<0.05), and="" their="" inhibitory="" effect="" was="" equal="" to="" the="" vc="" group="" (figure="" 3).="" many="" phenolics="" have="" been="" proven="" to="" have="" a="" protective="" effect="" against="" intracellular="" ros="" by="" h2o2="" induction[31].="" additionally,="" compound="" 6="" displayed="" the="" strongest="" suppressive="" effect="" on="" intracellular="" ros="" production,="" which="" suggests="" that="" flavonoid="" compounds="" play="" a="" crucial="" role="" in="" inhibiting="" intracellular="" ros="">

2.8. Efecto citoprotector contra la apoptosis celular inducida por H2O2-

La apoptosis es un fenómeno biológico básico de las células, que desempeña un papel importante en el mecanismo regulador de la proliferación, el crecimiento y la mutación de las células, y en la estabilidad del entorno interno. La apoptosis, a diferencia de la necrosis, es un tipo especial de muerte celular. El trastorno del proceso apoptótico tiene efectos negativos en el cuerpo y causa muchas enfermedades [32]. El H2O2, como importante molécula de señalización, regula el proceso de proliferación, crecimiento y apoptosis celular [5]. El presente estudio midió la apoptosis de las células HepG2 inducidas por H2O y evaluó los efectos citoprotectores de los compuestos 2, 5 y 6. Después de tratar las células HepG2 con 1,0 mM de H2O2, la tasa de apoptosis aumentó notablemente ( 57,20±1,97 por ciento), en comparación con el grupo de control (9,10±0,62 por ciento, p<0.05)(figure 4).="" the="" ratios="" of="" apoptotic="" cells="" in="" the="" treated="" groups="" of="" compounds="" 2,="" 5,="" and="" 6="" significantly="" decreased="" compared="" with="" the="" h2o2-treated="" group="" (model="" group,=""><0.05)(figure 4).="" moreover,="" compound="" 6="" had="" significant="" efficiency="" in="" protecting="" hepa-2="" cells="" from="" h2o2="" toxicity,="" and="" the="" cell="" apoptosis="" ratio="" of="" 6(10.56±1.15%)was="" lower="" than="" that="" of="" the="" vc="" group="" (positive="" control),="" which="" was="" equal="" to="" that="" of="" the="" control="" group(figure="" 4).="" meanwhile,="" compounds="" 2="" and="" 5="" showed="" a="" moderate="" cytoprotective="" effect="" with="" cell="" apoptosis="" ratios="" of="" 2(26.76±2.60%)="" and="" 5(27.64±0.83%).="" the="" differences="" in="" antioxidant="" capacity="" may="" be="" attributed="" to="" the="" number="" of="" phenolic="" hydroxyl="" moieties="" and="" the="" link="">

3. Materiales y Métodos

3.1. Sustancias químicas y reactivos

El metanol, el acetonitrilo y el ácido fórmico para cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) eran de grado HPLC y se adquirieron de Merck (Darmstadt, Alemania). Los solventes para la extracción de muestras, incluidos etanol, diclorometano y n-butanol, eran de grado analítico. El agua desionizada se purificó utilizando un sistema de agua ultrapura Milli-Q (Millipore, Bedford, Massachusetts, MA, EE. UU.) y se empleó en todos los experimentos. Los compuestos estándar fenólicos de ácido gálico, rutina, Trolox y vitamina C se adquirieron de Chengdu Must Bio-Technology Co., Ltd. (Chengdu, China). Bromuro de metiltiazol-2-il-25-difeniltetrazolio (MTT), reactivo de Folin-Ciocalteu, ácido 2,2'-y-bis(3-etilbenceno-tiazolina-6-sulfónico)( ABTS),2,2-difenil-1-picrilhidrazilradical (DPPH), 1,3,5-tri(2-piridilo)-2,4,{{23 }}triazina (TPTZ), diacetato de 2',7'-diclorofluoresceína (DCFH-DA) y FeSO4-7HO se adquirieron de Sigma-Aldrich (Shanghai, China). Los espectros de RMN se obtuvieron utilizando espectrómetros Bruker AV-400 y/o DRX-500. Los espectros ESIMS se registraron en un espectrómetro Agilent 1290 UPLC/6540 Q-TOF.

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3.2. Preparación de la muestra

Muro de Anneslea fragrans. las hojas se recolectaron en la ciudad china de Lincang el 2020 de julio. Las hojas se secaron en un cuarto sombreado hasta peso constante y luego se pulverizaron con un molinillo eléctrico. La extracción y el fraccionamiento se realizaron como nuestro método informado anteriormente con una ligera modificación [33]. La muestra en polvo (100 g) se mezcló con 1000 ml de disolvente de etanol acuoso al 80 por ciento y se ultrasonicó en un baño de limpieza ultrasónica a 200 W tres veces (0,5 h por vez). A continuación, la suspensión sonicada se recogió y se centrifugó a 1500 xg durante 10 min mediante una centrífuga Eppendorf (TGL-20B, Shanghai Anting Scientific Instrument Factory, Shanghai, China). El sobrenadante combinado se concentró a 50 grados mediante un evaporador rotatorio (Hei-VAP, Heidolph, Alemania) y luego se secó mediante un liofilizador de secado al vacío (Alpha 1-2 LD plus, Christ, Alemania). El extracto etanólico bruto (CE, 30 g) se resuspendió con agua y se repartió secuencialmente con los disolventes diclorometano, acetato de etilo y n-butanol tres veces. Después de la concentración y liofilización, se obtuvieron la fracción de diclorometano (DF), la fracción de acetato de etilo (EAF), una fracción de n-butanol (BF) y una fracción de agua residual (RWF) con un peso de 3,2 g, 6,3 g, 7,2 g y 8,2 g. , respectivamente. De acuerdo con las actividades antioxidantes de las diferentes fracciones, el BF se cromatografió en columnas de vidrio (30 mm × 400 mm) empaquetadas en húmedo con 20 g (resina seca) de la resina hidratada seleccionada D101. El volumen del lecho (BV) de la resina fue de aproximadamente 40 ml. Después de alcanzar la saturación de adsorción, la columna se lavó primero con agua destilada con 4x BV y luego se eluyó con etanol-agua (0: 100, 20: 80, 50: 50, 80: 20, 100: 0, v / y, cada 4 × BV), para producir cinco subfracciones (BF-A a E). Cada parte de las soluciones de desorción se concentró a sequedad al vacío. El CE, cuatro fracciones (DF, EAF, BF y RWF) y cinco subfracciones (BF-A a E) se almacenaron en un refrigerador (-20 grados) para experimentación adicional.

3.3. Aislamiento bioguiado de componentes activos

Bajo la guía de ensayos de antioxidantes y análisis de HPLC, la fracción antioxidante se cromatografió adicionalmente para el aislamiento de compuestos puros. En resumen, el BF se sometió a una columna de resina hidratada D101 para producir cinco subfracciones (BF-A a E). El BF-C (1,5 g) se sometió a una columna de gel de sílice, eluyendo con DCM/MeOH (15:1), y luego se separó usando TLC preparativa (DCM/MeOH, 10:1) para obtener los compuestos 6 (118 mg ) y 7 (10 mg). Se sometió BF-D (1,1 g) a una columna de gel de sílice (CHCl3/MeOH 10:1, 5:1) para dar los compuestos 1 (129 mg) y 4 (15 mg). BF-E (1,2 g) se sometió a columna de gel de sílice (CHCl3/MeOH, 30:1, 10:1, 5:1) para producir los compuestos 1 (216 mg), 2 (135 mg) y una mezcla. Esta última se purificó mediante columna de gel de sílice (CHCl3/MeOH ,12:1) para proporcionar los compuestos 3 (19 mg) y 5 (15 mg) (Figura 5).

3.4.Elucidación de la estructura de los compuestos 1-7

De acuerdo con las actividades antioxidantes de las diferentes fracciones, se sometieron a cromatografía en columna tres subfracciones, BF-C a E. De esta forma, el fraccionamiento guiado por bioactividad de BF-C a E condujo al aislamiento de siete compuestos fenólicos individuales. Sus estructuras fueron identificadas como confusosido(1)[34], vaccinifolina (2)[34],1-[4-( -D-glucopiranosiloxi)-2-hidroxifenilo]-3- (4-hidroxi-3-metoxifenil)-1-propanona (3) [35], (S)-naringenina-7-O- -D-glucopiranósido (4)[ 22],2',3,4,4'-tetrahidroxidihidrocalcona(5)[26], (epi)-catequina (6)[26] y cornósido (7)[36](Figura 1B) mediante el análisis de 1D -Datos de RMN y ESI-MS y comparación con los compuestos previamente reportados en la literatura. Entre ellos, los compuestos 3, 4 y 7 fueron aislados de esta planta por primera vez.

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Confusósido (1). La fórmula molecular se asignó como C21H24O y la separación dio 129 mg de agujas de color amarillo pálido. Los datos de 'IH RMN (500 MHz, DMSO-d6) y ESI-MS (m/z 421 [M más H]) fueron idénticos a los del compuesto informado previamente en la literatura [34]. La identificación fue apoyada además por 13C NMR（125 MHz,DMSO-dg）∶δ204.4 （s,C=O),163.5(s,C-2'),163.3(s,C -4'),155,5(s,C-4),132,6(d,C-6'),130,9(s,C-1),129,2(d, C -2, 6),115,0(d,C-3/C-5),114,4(s, C-1'),108,3(d, C{{45} }'),103,4(d,C-1")),99,6(d,C-3'),77,1(d, C-5"),76,4(d, C{{ 57}}")),73,1(d,C-2")),69,5(d, C4'),60,5(t,C-6'),39,8(t,C- ),28,9( t, C-6).

La vacciniifolina (2) se obtuvo como un polvo amorfo amarillo (153 mg) y se le asignó una fórmula molecular de C2H24O1o.'H NMR (500 MHz, DMSO-dg) y ESI-MS (m/z 437 [M más H]) los datos fueron los mismos que los datos informados anteriormente [34]. La identificación fue apoyada además por 13CNMR（125 MHz,DMSO-de）∶δ204.4 （s, C=O）,163.5（s, C-2'）,163.3 (s, C{ {21}}),145,0(s, C-3),143,3(s, C-4),132,6(d, C-6),131,7(s, C{{33 }}),118,9(d, C-6),115,8(d, C-2),115,4(d, C-5),114,4(s, C-1 '), 108,3(d, C-5'),103,4(d, C-1'),99,6(d,C-3'),77,1(d, C{{57 }}")),76,4(d,C-3'),73,1(d,C-2"),69,5(d,C-4'),60,5(t,C{ {69}}'), 39,4 (t, Ca), 29,1 (t, C-6).

{{0}}[4-( -D-glucopiranosiloxi)-2-hidroxifenil]-3-(4-hidroxi-3-metoxifenilo){{8 }}propanona (3). El compuesto se obtuvo como agujas incoloras (19 mg), y la fórmula molecular se asignó como C22H2O10.'H RMN (400 MHz, DMSO-d6) y ESI-MS (m/z451 [M más H]* ) datos concordados con la literatura [35]. La identificación fue apoyada además por 13CNMR（100 MHz,DMSO-d）∶δ204.5（s,C=O）,163.5（s,C-2'）,163.3（s,C{ {31}}'）,147,4（s,C-3),144,6(s,C-4),132,6(d,C-6),131,6(s,C{{ 43}}),120,4(d,C-6),115,2 (d,C-5),114,5(s,C-1'), 112,6(d,C{{55 }}), 108,3 (d, C-5'), 103,3 (d, C-1"), 99,5 (d, C-3'), 77,0 (d, C{{ 67}}'),76,3(d, C-3"), 73,0(d,C-2")),69,5(d,C-4'),60,5(t,C -6'),55,5(q,C-OCH3),39,5(t,C-),29,4(t,C-6).

(S)-naringenina-7-O- -D-glucopiranósido (4) tenía la fórmula molecular de C21H2.O10, que se obtuvo como 15 mg de polvo blanco. Los datos de IH NMR (500 MHz, DMSO-dg) y ESI-MS (m/z 435 [M plus H] plus) estaban de acuerdo con el trabajo anterior [22]. La identificación fue respaldada además por RMN 13C (125 MHz, DMSO-d) ∶δ197,2 (s, C-4), 165,3 (s, C-7), 165,2 (s, C{{25 }}), 162,9(s, C-9), 157,9(s, C-4'), 128,6(s, C-1'), 128,4(d, C{{37 }}',6'),115,2 (d, C-3'/C-5'),1{{110}}3,2 (s,C-10 ),99,6(d,C-1'),96,5(d,C-6),95,4(d,C-8),78,7(d,C-2) ,77.0(d, C{{6{{240}}}}"),76,3 (d,C-3'),73,0(d,C{{ 66}}"), 69,5 (d,C-4'),60,5(t,C-6'),42,0(t,C-3). La 2'3,4,A'-tetrahidroxidihidrocalcona (5) poseía la fórmula molecular como C15H4O5 y se separaba (15 mg) como un polvo blanco. RMN H (400 MHz, DMSO-dg) y ESI-MS (m/z 275 [ M más H] más ) los datos fueron consistentes con lo informado en la literatura [26]. La identificación fue apoyada además por 13C NMR（125 MHz, DMSO-d6）∶δ203.9 （s, C=O）,164.7(s,C-2'),164.2(s,C -4'),144,9(s, C-3),143,3(s, C-4),133,0(d,C-6),131,8(s,C{ {114}}),118,9 (d,C-6),115,7(d,C-2),115,4(d,C-5),112,5 (s,C{{126 }}),108,2(d,C-5'),102,4(d,C-3'),39,5(t, C-a2),29,2(t, CB). (Epi)-catequina(6) se aisló como polvo blanco (118 mg) y se estableció la fórmula molecular como CHO4.1H RMN (400 MHz, DMSO-dg) y ESI-MS (m/z 291 [M más H] más )los datos concordaron bien con los reportados en la literatura [26]. La identificación fue respaldada además por RMN 13C (125 MHz,DMSO-d6)∶δ156,4 (s, C-7), 156,1 (s, C-5), 155,3 (s, C{{162) }}）,144,8(s,C-3'),144,8(s,C-4'),130,5(s,C-1'),118,4(d,C{{ 174}}'),115,0(d,C-5'),114,4(d,C-2'), 99,0(s,C-10),95,1(d,C{ {186}}),93,8(d, C-8),80,9(d, C-2),66,2 (d,C-3),27,8(t, C{{198 }}). El cornósido (7) se obtuvo como sólido amorfo (10 mg) y se determinó la fórmula molecular como C1H20O8. Los datos de RMN H (500 MHz, DMSO-dg) y ESI-MS (m/z317 [M más H] más ) correspondieron con los datos publicados [36]. La identificación fue apoyada además por 13CNMR（100 MHz,DMSO-dg）∶δ185.3（s, C-4）,153.3（d,C-2）,153.2 （d,C{{220 }}）,126,4(d, C-3),126,4(d,C-5),102,8(d,C-1'),76,8(d,C{{232} }'),76,6(d,C-3'),73,3(d,C-2'),70,0(d,C-4),67,3(s, C{{244 }}), 63,8(t, C-8), 61,0(t, C-6'), 39,7(t, C-7).

3.5.Determinación del Contenido Total de Fenólicos (TPC) y Total de Flavonoides (TFC)

El TPC y TFC de cuatro fracciones (DF, EAE, BF y RWF) y cinco subfracciones (BF-A a E) se midieron de acuerdo con nuestro método informado anteriormente [37]. Para TFC, 1.0 mL de cada muestra (con la concentración de 1.0 mg/mL) disuelta en metanol se mezcló con 0.5 mL de reactivo de Folin-Ciocalteu en un tubo de centrífuga y se incuba durante 1 min. Luego, se agregaron al tubo una solución de Na2CO3 al 20 por ciento (m/o)(1,5 mL) y agua desionizada (7,0 mL) y se mantuvo a 70 grados en un baño de agua durante 10 min. Después de enfriarse a temperatura ambiente, se transfirieron 200 uL de la solución a una microplaca de 96-pocillos y se determinó la absorbancia a 765 nm mediante un lector de microplacas SpectraMax M5 (Molecular Devices, Sunnyvale, CA, EE. UU.).

Para TFC, se mezclaron 1,2 mL de soluciones de muestra (con una concentración de 1,0mg/mL) con 0,3 mL de NaNO, (5 por ciento m/o) y 3,8 mL de 7 0 por ciento de etanol acuoso y se incubó durante 8 min. Posteriormente, 0. y se dejó reaccionar a temperatura ambiente durante 30 min. Luego, se transfirieron 200 μL de la solución a una microplaca de 96-pocillos, para lo cual se midió la absorbancia a 510 nm utilizando un lector de microplacas. El TFC y el TPC se expresaron como miligramos de equivalentes de ácido gálico (mg GAE/gextract) y equivalentes de rutina por gramo de extracto (mg RE/g de extracto).

3.6.Determinación de la Actividad Antioxidante

La actividad antioxidante de cuatro fracciones (DF, EAF, BF y RWF) y cinco subfracciones (BF-A a E) se evaluó en una combinación de ensayos de eliminación de radicales DPPH y ABTS y ensayo FRAP basado en el método descrito en nuestro estudio anterior. [33]. Para el ensayo de DPPH, se mezclaron 50μL de la solución de muestra (50,100,200 ug/mL) con 0,2 mL de solución de DPPH (0,1 mmol/ L) en una 96-placa de pocillos y se dejó incubar durante 30 min. La absorbancia se midió a 517 nm con un lector de microplacas SpectraMax M5 (Molecular Devices, Sunnyvale, CA, EE. UU.). Para ABTS, se agregaron 25 μL de la solución de muestra (50, 100, 200 ug/mL) a 0,2 ml de solución LABTS (7 mmol /L). La mezcla se mantuvo en la oscuridad durante 6 min y luego se registró la absorbancia a 734 nm. Para FRAP, 20 μL de solución de muestra (50, 100, 200 ug/mL) se mezcló con 0,18 mL de reactivo FRAP (7 mmol/L). L). Después de incubar durante 10 minutos en la oscuridad a 37 grados, la absorbancia se determinó a 593 nm. Todas las pruebas se realizaron por triplicado. Los resultados de los valores de DPPH, ABTS y FRAP se expresaron como umol Trolox equivalentes por gramo de extracto (μmol TE/g extracto).

3.7.Análisis HPLC

El BF y los compuestos {{0}} se analizaron en un sistema HPLC Agilent 1260 acoplado con un detector de matriz de diodos. Antes del análisis, la solución de muestra recién preparada se filtró a través de una membrana de nailon de 00,45 um. La separación se realizó utilizando una columna Reprosil-Pur Basic C18 (5 μm, 4,6 × 250 mm, Alemania) mantenida a 35 grados. El volumen de inyección fue de 5,0 μl, la velocidad de flujo fue de 1,0 ml/min y la longitud de onda de detección se fijó en 280 nm. Las fases móviles fueron agua acidificada con ácido fórmico al 0,1 por ciento (fase A) y acetonitrilo (fase B), la elución en gradiente lineal se realizó de la siguiente manera:0-3 min, 20 por ciento B;3-10 min, 40 por ciento B;10-15 min, 60 por ciento B;15-20 min, 100 por ciento B.

3.8. Cultivo celular y viabilidad celular

Se adquirieron células HepG2 de cáncer de hígado humano de Kunming Cell Bank (Kunming, China). Las células HepG2 se cultivaron en DME complementado con penicilina-estreptomicina al 1 por ciento y suero bovino fetal al 10 por ciento en una atmósfera de 5 por ciento de CO2/95 por ciento de aire a 37 grados. Cuando las células se incubaron a una densidad apropiada (aproximadamente 80 por ciento), se trataron con el control positivo (Vc) y los compuestos aislados para experimentos posteriores.

La viabilidad celular se determinó mediante el ensayo MTT para evaluar la citotoxicidad de cada muestra [29]. Las células a una densidad de 1x104 células por pocillo se sembraron en una placa de 96-pocillos y se dejaron incubar durante 24 h. Cada compuesto (preparado en cuatro dosis de 50 a 200 ug/mL) se añadió a cada pocillo durante 20 h. Luego, las células se trataron con solución de MTT con una concentración final de 4 h. Se retiró el medio con MTT y 200 Se agregaron μL de DMSO para disolver el formazán. La absorbancia se registró a 570 nm mediante un lector de microplacas. Los resultados demostraron que cada compuesto no era tóxico para las células HepG2 en las concentraciones probadas.

3.9.Inhibición de la generación de ROS en células HepG2 inducidas por H2O2-

Se emplearon células HepG2 inducidas por H,O, para determinar el efecto inhibitorio sobre la producción de ROS [3]. Se sembraron células HepG2 (células de 1,0×10 grados por pocillo) en una placa de 6-pocillos y se cocultivaron con compuestos aislados con 50 ug/mL y Vc（8ug/ ml）. Después de la incubación durante 20 h, se retiró el medio y se añadieron 2 μL de H, O (0,5 mM) a cada pocillo durante otras 6 h. Al final del experimento, las células se marcaron con 2 μL de DCFH-DA (10 mM) en la oscuridad a 37 grados durante 20 min. La absorbancia se registró por citometría de flujo (Guava easy yet 6-2L, Millipore, Billerica, Massachusetts, MA, EE. UU.).

3.10.Determinación de la Apoptosis Celular

El efecto protector de cada compuesto sobre la apoptosis inducida por H2O2-de células HepG2 se determinó utilizando un kit de apoptosis VFITC/PI de anexina humana [38]. Las células HepG2 se pretrataron con o sin compuestos aislados durante 48 h. Después de la incubación, se agregaron 100 μL del tampón de unión a las células, y las células reaccionaron en la oscuridad con 10 μL de anexina V-FITC durante 5 minutos a temperatura ambiente y con 10 μL de yoduro de propidio (PI) en un baño de hielo durante 5 minutos. min, sucesivamente. La apoptosis celular se analizó inmediatamente mediante citometría de flujo.

3.11.Análisis estadístico

Todos los experimentos se realizaron por triplicado. Todos los valores se expresan como media ± desviación estándar (DE). Las diferencias dentro y entre los grupos se analizaron utilizando un análisis de varianza de una vía (ANOVA) seguido de la prueba de Tukey. La diferencia se consideró estadísticamente significativa en p<0.05. all="" analyses="" were="" performed="" using="" origin="" 2019b="" software="" (originlab,="" northampton,="" ma,="">

4. Conclusiones

En este estudio se fraccionaron diferentes fracciones de hojas de A. fragrans y se analizaron sus TPC y TFC. Bajo el aislamiento guiado por la actividad antioxidante, los compuestos 1-7, incluidos cuatro glucósidos flavonoides (1-4) y dos flavonoides (5 y 6), se aislaron e identificaron de las hojas de A. fragrans, lo que sugirió que esta especie es rica en compuestos flavonoides. Los compuestos 2, 5 y 6 mostraron una actividad antioxidante significativa en los ensayos de eliminación de radicales ABTS, DPPH y FRAP. Además, previnieron visiblemente el daño por estrés oxidativo a través de una disminución en el contenido de ROS y la apoptosis celular en células HepG2 inducidas por H2O2-. De acuerdo con estos resultados, los compuestos polifenólicos, especialmente los flavonoides, tienen una capacidad antioxidante considerable debido a sus grupos hidroxilo fenólicos. Además, el compuesto 2, que posee la fracción glucósido y tres grupos hidroxilo fenólicos, fue el principal componente antioxidante con el mayor contenido de las hojas de A. fragrans. El compuesto 6 mostró la mejor actividad antioxidante, lo que puede ser una contribución importante a la actividad de A. fragrans. Además, los extractos de A. fragrans podrían servir como una fuente natural factible de antioxidantes en bebidas saludables prometedoras. El estudio sobre los compuestos de las hojas de A. fragrans sugiere que estos podrían servir como un té saludable antioxidante para tratar el daño celular inducido por el estrés oxidativo y podrían servir como suplementos nutricionales aplicados en la industria alimentaria y de la salud.

Este artículo está extraído de Molecules 2021, 26, 3690. https://doi.org/10.3390/molecules26123690 https://www.mdpi.com/journal/molecules