Efecto antioxidante de la acción compleja de la vitamina E y el etiltiosulfanilato en el hígado y los riñones de ratas en condiciones de estrés oxidativo inducido por cromo (VI)
Mar 25, 2022
bohdan kotyk1,*, Ruslana Iskra1, Vira Lubunets2
Resumen:El objetivo de nuestro estudio fue investigar la eficacia y los beneficios del efecto complejo de la vitamina E y el tiosulfanilato de etilo (ETS) sobre el estado del sistema pro/antioxidante en el hígado yriñonesde ratas bajo la condición de estrés oxidativo inducido por Cr(VI). Las ratas se dividieron en 8 grupos.
Los grupos recibieron: I (control) - solución fisiológica (150 ul) durante 7 días; II – solución de aceite (1 ml) por 14 días; III, IV, VII, VIII - K2Cr2O7 (2,5 mg Cr(VI)/kg de peso corporal (pc)) para 7 (III, IV) y para 14 (VII, VIII); V - vitamina E (20 mg/kg pc) durante 14 días; VI, VII, VIII - vitamina E en complejo con ETS (100 mg/kg pc) durante 14 días. Los resultados informan que K2Cr2O7 causó estrés oxidativo inducido por Cr(VI) debido a la activación de los procesos de peroxidación lipídica (LP). La acción del Cr(VI) durante 7 días provocó la activación compensatoria del sistema de defensa antioxidante (AOS) en ambos tejidos. Sin embargo, la acción más prolongada de Cr(VI) estuvo acompañada por el agotamiento de la actividad de la enzima AOS y el contenido de GSH. El efecto complejo de la vitamina E y ETS redujo la intensidad del estrés oxidativo inducido por Cr(VI) en ambos tejidos de rata. Nuestros resultados indican propiedades antioxidantes positivas de la vitamina E y ETS bajo la condición de toxicidad por Cr(VI).
Palabras clave:ratas; sistema antioxidante; estrés oxidativo; vitamina E; tiosulfanilato de etilo; bicromato de potasio; peroxidación
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1. Introducción
El uso activo de cromo para fines industriales y agrícolas condujo a una acumulación significativa de compuestos que contienen cromo en el medio ambiente [1-3]. Los compuestos de cromo son uno de los contaminantes más comunes en los ecosistemas acuáticos y terrestres [4-6]. Las principales industrias que requieren el uso activo de compuestos que contienen cromo son el curtido de cuero, los conservantes de la madera, la soldadura industrial de metales, el cromado, el cromato y la producción de ferrocromato [1]. El cromo es un metal natural, que se encuentra principalmente en dos formas diferentes: cromo trivalente (Cr(III)) y cromo hexavalente (Cr(VI)). El Cr(III) es la última etapa de la oxidación del cromo. La forma trivalente de cromo es común en todos los sistemas biológicos, termodinámicamente estable y exhibe fuertes propiedades para formar compuestos de coordinación. La forma hexavalente (Cr(VI)) exhibe fuertes propiedades tóxicas y cancerígenas y generalmente se presenta como compuestos que contienen oxígeno de cromatos (CrO42-) y dicromatos (Cr2O72-) [1,7]. La alta toxicidad de los compuestos de Cr(VI) está asociada con la capacidad de absorberse fácilmente y transportarse rápidamente a las células a través de los canales de sulfato [8,9]. Luego, el Cr(VI) se reduce a Cr(III) en varias etapas después de la penetración en la célula. Durante el proceso de reducción de Cr(VI) se genera una gran cantidad de especies reactivas de oxígeno (ROS) [10,11]. La activación de la formación de ROS conduce, a su vez, al desarrollo de estrés oxidativo y daño tisular. Los procesos de reducción de Cr(VI) también están acompañados de citotoxicidad, genotoxicidad, carcinogenicidad y apoptosis a través de la modulación del gen regulador p53 [12- 15]. El sistema AOS es la principal barrera en la contrarrestación del estrés oxidativo inducido por Cr(VI) [9]. Los componentes enzimáticos y no enzimáticos del sistema AOS, como las flavoenzimas dependientes de GSH y NADPH, estimulan y aceleran la reducción de Cr(VI) altamente tóxico a Cr(III) mucho menos tóxico. A su vez, las enzimas como SOD, CAT, GP y el tripéptido GSH no enzimático neutralizan muchas ROS, que se forman durante la reducción de Cr(VI) [16,17]. Sin embargo, el estrés oxidativo inducido por Cr(VI) prolongado conduce al agotamiento de los recursos del sistema AOS y provoca daño oxidativo de células, tejidos y órganos debido al aumento de los procesos prooxidantes [9,18]. Los compuestos que contienen Cr(VI), como el dicromato de potasio (K2Cr2O7) a una dosis de 8 mg/kg de peso corporal, causan hepatotoxicidad aguda en ratas debido al aumento de los procesos necróticos e inflamatorios y al agotamiento de los recursos del sistema AOS en el tejido hepático de los animales [19]. ]. La inyección subcutánea única de K2Cr2O7 a una dosis de 10 mg/kg también produce estrés oxidativo inducido por Cr(VI) y daño al tejido hepático de rata, seguido de cambios degenerativos en la histoarquitectura y dilatación de los sinusoides hepáticos. Una dosis similar de Cr(VI) provoca cambios degenerativos en las células epiteliales tubulares, dilatación quística de los túbulos, congestión de los vasos sanguíneos, cilindros hialinos y dilatación del espacio de Bowman enriñonesde ratas [14]. La hepatotoxicidad y la nefrotoxicidad causadas por K2Cr2O7 se acompañan de estrés oxidativo agudo inducido por Cr(VI). La toxicidad inducida por Cr(VI) estimula, en particular, la formación de ROS, la hiperactivación de los procesos de peroxidación, la inhibición de la actividad de las enzimas antioxidantes, la disminución del GSH celular, así como el agotamiento de los grupos sulfhidrilo no proteicos y la acumulación de Cr(VI) hígado yriñonesde ratas y ratones [14,20,21]. Se cree que el mantenimiento del estado antioxidante es un factor importante para reducir y prevenir los efectos negativos del estrés oxidativo inducido por Cr(VI) [14,22,23]. La neutralización de Cr(VI) se lleva a cabo mediante reducción enzimática a Cr(V) y posterior transformación en sales que contienen Cr con la participación de GR y NADPH. Los antioxidantes no enzimáticos como la vitamina E, el ácido ascórbico, la N-acetilcisteína, el ajo en polvo y el GSH tienen la capacidad de reducir el daño oxidativo causado por el K2Cr2O7 [24,25]. La vitamina E se considera el antioxidante no enzimático soluble en grasa más efectivo, que protege la membrana celular de la peroxidación inducida por radicales, estimula la activación de enzimas antioxidantes y reduce la intensidad del estrés oxidativo causado por la toxicidad inducida por metales pesados. La acción de la vitamina E a dosis de 100 y 125 mg/kg de peso corporal durante 2 y 6 semanas, respectivamente, reduce el nivel de K2Cr2O7- inducido por los procesos de peroxidación y restaura el contenido de GSH y la actividad de SOD en el hígado yriñonesde ratas [14,19,22]. La vitamina E a una dosis de 125 mg/kg de peso corporal también exhibe propiedades antioxidantes y antiinflamatorias y reduce la intensidad de la toxicidad inducida por Cr(VI) en el hígado yriñonesde ratas [22].
El etiltiosulfanilato pertenece a una clase de compuestos de tiosulfonato. Los tiosulfonatos son análogos sintéticos de los compuestos organosulfurados naturales biológicamente activos obtenidos del ajo, la cebolla, el brócoli y la coliflor. Los tiosulfonatos son más estables que sus análogos naturales, exhiben una amplia gama de propiedades biológicas y se caracterizan por su baja toxicidad. Muchos investigadores estudiaron las propiedades anticancerígenas, antiinflamatorias, antifúngicas, antimicrobianas e inmunomoduladoras de los tiosulfonatos en los últimos años. Sin embargo, no existen suficientes estudios sobre las propiedades antioxidantes de los tiosulfonatos. Se sabe que los tiosulfonatos son capaces de modular los factores de transcripción, los cuales están involucrados en la activación de los genes del sistema AOS [26,27]. El efecto antioxidante de estos compuestos se manifiesta en la capacidad de reducir la intensidad del agotamiento de la reserva de GSH y la formación de sustancias reactivas al ácido tiobarbitúrico (TBARS) en el hígado de rata en condiciones de estrés oxidativo [28]. Se sabe muy poco sobre las propiedades antioxidantes de los tiosulfonatos bajo la acción tóxica de los metales pesados. Sin embargo, los compuestos organosulfurados naturales mostraron un efecto antioxidante positivo contra el estrés oxidativo inducido por Cr(VI) [23,29-31]. Nuestros estudios anteriores también indican que el etiltiosulfanilato exhibe propiedades antioxidantes y elimina parcialmente los efectos negativos del estrés oxidativo inducido por K2Cr2O7-en tejido hepático de rata [32].
Por lo tanto, dadas las propiedades antioxidantes positivas de la vitamina E, así como de los tiosulfonatos y sus análogos naturales, nuestro estudio tuvo como objetivo investigar la eficacia y los beneficios del efecto complejo de la vitamina E y el etiltiosulfanilato sobre el estado del sistema pro/antioxidante en el hígado. yriñonesde ratas bajo la condición de estrés oxidativo inducido por Cr(VI).
2. Materiales y métodos
La sección «Materiales y métodos» se preparó por analogía con nuestra publicación anterior [32].
2.1. Diseño experimental.
En nuestro trabajo, utilizamos 40 ratas macho Wistar que pesaban 130- 140g. Formamos 8 grupos de animales (5 ratas por grupo): 1 grupo control y 7 grupos experimentales. Todas las ratas se alojaron en condiciones estándar y recibieron alimento estándar y agua potable ad libitum.
Las ratas de control intactas del grupo I recibieron una inyección intraperitoneal de solución salina fisiológica (150 µl) una vez al día durante 7 días. Los animales de los grupos experimentales III y IV fueron tratados por vía intraperitoneal con K2Cr2O7 disuelto en 150 µl de solución salina fisiológica (Cr(VI) concentración 2,5 mg/kg de peso corporal) durante 7 y 14 días, respectivamente.
El grupo II recibió por vía intragástrica 1000 µl de solución de aceite de girasol (marca registrada «Oleina»; DSTU 4492: ISO 14024) una vez al día durante 14 días e inmediatamente después, solución salina fisiológica (150 µl) por vía intraperitoneal una vez al día durante 7 días.
Grupo V: se les inyectó diariamente por vía intragástrica una solución oleosa de vitamina E a una dosis de 20 mg/kg de peso corporal durante 14 días y luego, inmediatamente después, se administró solución salina fisiológica (150 µl) por vía intraperitoneal una vez al día durante 7 días.
Grupo VI: se les inyectó diariamente por vía intragástrica un complejo de solución oleosa de vitamina E [20 mg/kg de peso corporal] y tiosulfanilato de etilo (ETS) [100 mg/kg de peso corporal] durante 14 días y luego, inmediatamente después, se les inyectó diariamente por vía intraperitoneal con 150 µl de suero fisiológico durante 7 días.
Grupo VII/Grupo VIII: recibieron solución oleosa compleja intragástrica de vitamina E [20 mg/kg de peso corporal] y ETS [100 mg/kg de peso corporal] durante 14 días y luego inmediatamente después recibieron K2Cr2O7 por vía intraperitoneal diaria a una dosis de 2,5 mg Cr(VI)/kg de peso corporal por día durante 7 días/14 días.
Todas las manipulaciones con animales en nuestro trabajo fueron consistentes con las disposiciones del Convenio Europeo para la Protección de los Animales Vertebrados Utilizados para Experimentación y Otros Fines Científicos (Estrasburgo, 1986) y los "Principios Éticos Comunes para Experimentos con Animales" (Ucrania, 2001). El permiso para realizar la investigación se obtuvo del Comité de Bioética del Instituto de Biología Animal NAAS de Lviv (Protocolo № 80).
El trabajo estudió los efectos del compuesto ETS (4-aminobencenotiosulfonato de etilo) recién sintetizado en complejo con vitamina E en el cuerpo de la rata. ETS se sintetizó en el departamento de tecnología de compuestos biológicamente activos, farmacia y biotecnología de la Universidad Nacional "Politécnica de Lviv" de acuerdo con el protocolo descrito en detalle en el documento [33, 34].
Después de la decapitación de los animales, que se produjo bajo anestesia tiopental, elriñonesfueron recolectados. Todos los procedimientos enriñonesse realizaron a 4 grados. El material de investigación fueron los homogeneizados de riñón de rata, los cuales fueron preparados en tampón 0.05 M Tris-HCl con pH 7.4 en la proporción de 1 g de tejido y 9 ml de tampón (1:9, peso/volumen). ) y luego se centrifugó durante 15 minutos a 1000 g. Después de la centrifugación en los sobrenadantes obtenidos, se determinó el contenido de GSH, el nivel de productos de peroxidación y la actividad enzimática antioxidante.
2.1.1. Grupos de animales.
Los grupos de animales se compararon según el siguiente esquema (Figura 1). El grupo I es un control intacto en relación a los grupos experimentales III y IV, que no recibieron solución oleosa. Controles del grupo II con relación a los grupos experimentales V, VI, VII y VIII, que recibieron una solución oleosa. Registramos el cambio porcentual ( por ciento ) en los indicadores para los grupos experimentales III y IV en relación con el grupo I (control intacto). También registramos el cambio porcentual en los indicadores para los grupos experimentales V, VI, VII y VIII en relación con el grupo II (control de aceite). En la etapa final, analizamos el cambio porcentual en los indicadores de los grupos experimentales III/IV en relación con el grupo I (control intacto) y lo comparamos con el cambio porcentual en los indicadores de los grupos experimentales VII/VIII en relación con el grupo II (control de aceite).
2.2. Procesando.
2.1.1. Concentración de LHP.
La medición del nivel de LHP (hidroperóxidos de lípidos) se realizó de manera inconsistente con los métodos de precipitación de proteínas inducida por ácido tricloroacético y lípidos inducidos por etanol.
extracción [35]. El tiocianato de amonio interactúa con los extractos de etanol de lípidos e inicia la reacción coloreada. El registro de absorbancia del producto coloreado se realizó espectrofotométricamente (λ 480 nm). El nivel de LHP (SU/g de tejido) se calculó como la diferencia entre las muestras de control y experimentales.
2.2.2 Concentración de TBARS.
La evaluación de la concentración de TBARS (sustancias reactivas del ácido tiobarbitúrico) se basa en el principio de la interacción del malondialdehído y el ácido tiobarbitúrico en condiciones de acidez y alta temperatura [35]. El resultado de la interacción del malondialdehído y el ácido tiobarbitúrico es la reacción de color. El registro de la absorbancia del producto coloreado se realizó espectrofotométricamente (λ 535 nm y λ 580 nm) y el nivel de TBARS se calculó como nmol de MDA/g de tejido.
2.2.3. Actividad del médico de cabecera.
La medición de la actividad enzimática de GP (glutatión peroxidasa) se realiza en presencia de GSH antes y después de agregar hidroperóxido de butilo terciario [35]. evaluando
la actividad de GP se basa en el principio de la tasa de oxidación de GSH. Los grupos SH de la molécula de GSH se oxidan en presencia de ácido2-nitrobenzoico. El anión dinitrofenilo se forma como resultado de la oxidación de GSH. El registro de absorbancia del producto coloreado se realizó espectrofotométricamente (λ 412 nm) y la actividad de GP se calculó en nmol GSH/min. × mg de proteína.
2.2.4. Actividad de GR.
La medición de la actividad enzimática GR (glutatión reductasa) se realizó en presencia de glutatión oxidado y NADPH [35]. La evaluación de la actividad GR se basa en el principio de la tasa de reducción del glutatión oxidado. El registro de absorbancia se realizó espectrofotométricamente (λ 340 nm) durante 1 minuto a 37 grados. La disminución de la tasa de extinción es un indicador de la intensidad de la reacción. La actividad GR se calculó en µmol NADPH/min. × mg de proteína.
2.2.5. Concentración de GSH.
La evaluación del nivel de GSH (glutatión reducido) se basa en el principio de la formación del anión dinitrofenilo (producto coloreado) después de la unión del ácido 2-nitrobenzoico al grupo SH de la molécula de GSH [36]. El valor de la concentración de GSH depende de la intensidad de la reacción de color. El registro de la absorbancia del producto coloreado se realizó espectrofotométricamente (λ 412 nm) y el contenido de GSH se calculó como mmol GSH/g de tejido.
2.2.6. Actividad de SOD.
La medición de la actividad enzimática de SOD (superóxido dismutasa) se realizó en presencia de NADH y metosulfato de fenazina [36]. La evaluación de la actividad SOD se basa en el principio de reducción de nitroazul tetrazolio. La intensidad de la inhibición del proceso de reducción de nitroazul tetrazolio indica la intensidad de la actividad enzimática. El registro de absorbancia se realizó espectrofotométricamente (λ 540 nm) y la actividad SOD se calculó en unidades estándar por 1 mg de proteína.
2.2.7. Actividad del CAT.
La medición de la actividad enzimática CAT (catalasa) se realizó en presencia de sales de molibdeno, que interactúan con el peróxido de hidrógeno [36]. El producto coloreado se formó como resultado de la reacción. El registro de la absorbancia del producto coloreado se realizó espectrofotométricamente (λ 410 nm) y la actividad CAT se calculó en mmol/minuto × 1 mg de proteína.
2.2.8. Concentración de proteínas.
La concentración de proteína total en los homogeneizados de tejido se midió por el método de Lowry [37] usando los kits "Simko LTD" (Ucrania, Lviv). La medición de todos los valores de absorbancia se realizó en un espectrofotómetro, "Unico" 1205 (EE.UU.).
2.3. Análisis estadístico.
Todos los datos experimentales fueron analizados estadísticamente por el software Microsoft Excel utilizando análisis de varianza unidireccional (ANOVA) y prueba de Tukey-Kramer. Todos los valores experimentales se calcularon como valores medios (M) ± error estándar (SEM) y se consideraron estadísticamente significativos en P <>
3. Resultados y discusión
La sección «Resultados y Discusiones» se preparó por analogía con nuestra publicación anterior [32].
3.1. Marcadores de estrés oxidativo.
Encontramos que la administración intraperitoneal de dicromato de potasio durante 7 y 14 días conduce a un aumento en el contenido de marcadores de estrés oxidativo en el tejido hepático y renal de ratas macho. La exposición a K2Cr2O7 a una dosis de 2,5 mg Cr(VI)/kg de peso corporal durante 7 (grupo III) y 14 días (grupo IV) provocó un aumento significativo del contenido de TBARS en el hígado de los animales en comparación con el grupo I (control) por 69 y 75 por ciento, respectivamente (Cuadro 1). El nivel de TBARS también se elevó significativamente en el tejido renal de las ratas de los grupos experimentales III y IV en relación con el control en un 41 y un 46 por ciento, respectivamente. Una dosis similar de Cr(VI) condujo a un aumento significativo de la concentración de LHP en el hígado de rata de los grupos experimentales III y IV en comparación con el grupo I en un 112 y 127 por ciento, respectivamente. El nivel de LHP también aumentó significativamente en tejido renal de rata después de 7 (grupo III) y 14 días (grupo IV) de acción de Cr(VI) en comparación con el grupo de control en un 39 y 56 por ciento, respectivamente.
La razón del aumento en la intensidad del proceso de peroxidación en el hígado y los riñones de las ratas es la hiperactivación inducida por Cr(VI) de la generación de radicales hidroxilo y superóxido. La formación de ROS inducida por Cr(VI) provoca daños en la estructura de los componentes lipídicos de la membrana celular y, como resultado, provoca un aumento del contenido de TBARS [19,20,38]. Los intermedios de la reducción de Cr(VI) entran en reacciones tipo Fenton, interactúan con el peróxido de hidrógeno e inician radicales hidroxilo [19]. Según la literatura, el Cr(VI) aumenta la intensidad de la generación de radicales superóxido al activar los complejos enzimáticos de NADPH-oxidasa [39] y xantina-xantina oxidasa [40].
La administración intragástrica de vitamina E (grupo V) y vitamina E en complejo con ETS (grupo VI) durante 14 días condujo a una disminución significativa en el contenido de TBARS en el hígado de los animales en relación con el grupo II en un 13 y 16 por ciento, respectivamente (Tabla 1). También se registró una ligera disminución en el nivel de TBARS en el tejido renal de ratas de los grupos experimentales V y VI en comparación con el grupo II en un 5 y un 3 por ciento, respectivamente. El contenido de LHP disminuyó significativamente en los grupos experimentales V y VI en hígado de rata en comparación con el grupo II en un 12 y un 16 por ciento, respectivamente. También hubo una disminución significativa del nivel de LHP en el tejido renal de rata de grupos experimentales similares en relación con el grupo II en un 10 y un 8 por ciento, respectivamente.
El contenido de TBARS en hígado de rata se mantuvo al nivel de los indicadores del grupo II después de 14 días de pretratamiento complejo con vitamina E y ETS por la siguiente actina de Cr(VI) durante 7 días (grupo VII). El impacto complejo anterior de la vitamina E y ETS por la siguiente acción de Cr(VI) durante 14 días condujo a un aumento del nivel de TBARS en el tejido hepático del grupo VIII en comparación con el grupo II en un 23 por ciento. Sin embargo, el aumento del contenido de TBARS en el tejido hepático de los animales del grupo VIII (23 por ciento) en comparación con el grupo II fue un 52 por ciento menor que el aumento porcentual del contenido de TBARS en el hígado de rata del grupo IV (75 por ciento) en comparación con el grupo I. .
La concentración de TBARS aumentó en tejido renal de rata después de 14 días de pretratamiento complejo con vitamina E y ETS por la siguiente acción de Cr(VI) durante 7 (grupo VII) y 14 días (grupo VIII) en comparación con el grupo II por 21 y 31 por ciento, respectivamente. Sin embargo, la intensidad del aumento en el contenido de TBARS en riñones de rata de los grupos VII (21 por ciento) y VIII (31 por ciento) en relación con el grupo II fue un 25 y un 21 por ciento menor que el porcentaje de aumento del nivel de TBARS en los homogeneizados de riñón de los grupos III (46 por ciento) y IV (52 por ciento) en comparación con el grupo I.
El pretratamiento complejo con vitamina E y ETS por la siguiente actina de Cr(VI) durante 7 días (grupo VII) y 14 días (grupo VIII) provocó un aumento del contenido de LHP en el tejido hepático de las ratas en comparación con el grupo II en un 17 y un 52 por ciento , respectivamente. Sin embargo, el aumento del nivel de LHP en el hígado de rata de los grupos VII (17 por ciento) y VIII (52 por ciento) en relación con el grupo II fue un 97 y un 75 por ciento menor que el aumento porcentual del contenido de LHP en los homogeneizados de hígado de los grupos III (114 por ciento). ) y IV (127 por ciento) en comparación con el grupo I.
La concentración de LHP se elevó en riñones de animales de los grupos VII y VIII con respecto al grupo II en un 16 y un 31 por ciento, respectivamente.
Sin embargo, el aumento del contenido de LHP en los riñones de rata de los grupos VII (16 por ciento) y VIII (31 por ciento) en comparación con el grupo II fue un 23 y un 25 por ciento menor que el aumento porcentual del nivel de LHP en el tejido renal de los grupos III (39 por ciento). ) y IV (56 por ciento) con respecto al grupo I.
Los datos de la literatura informan que la vitamina E se caracteriza por sus propiedades antioxidantes efectivas, inhibe los procesos de peroxidación de lípidos y reduce los niveles de ROS in vitro e in vivo [22]. La administración oral de vitamina E atenúa la hepatotoxicidad inducida por Cr(VI) y reduce el contenido de TBARS en el hígado de ratas [19]. La razón de la disminución en la intensidad de los procesos de peroxidación en el tejido hepático de rata también puede ser la propiedad antioxidante del otro grupo sulf, que es un componente estructural de la molécula ETS [32,42,43]. Este grupo funcional tiene propiedades para reducir el contenido de LHP [41]. S-alquiltiosulfonatos, que son los análogos estructurales sintéticos de ETS, inhiben la actividad del sistema xantina-xantina oxidasa y la generación de ROS [27]. La vitamina E es un componente importante del citoplasma y la membrana celular. El efecto antioxidante de la vitamina E previene la activación de reacciones en cadena de autooxidación de lípidos debido a la neutralización de los radicales peroxilo y alcóxido. Los radicales peroxilo también reaccionan más rápidamente con la vitamina E que con los lípidos de la membrana celular [14].
Por lo tanto, el efecto tóxico de Cr(VI) conduce a una elevación del contenido de TBARS y LHP en el tejido hepático y renal de los animales. Sin embargo, el impacto previo de la vitamina E con ETS reduce la intensidad de los procesos de peroxidación en el hígado y riñones de ratas bajo la acción del estrés oxidativo inducido por Cr(VI).
3.2. Sistema antioxidante del glutatión.
Hubo un aumento en la actividad de GP en el tejido hepático de ratas bajo la acción de Cr(VI) durante 7 (grupo III) y 14 días (grupo IV) en relación con un grupo I en un 55 y 15 por ciento, respectivamente (Tabla 2).
La administración intraperitoneal de dicromato de potasio durante 7 días (grupo III) provocó un aumento del contenido de GSH celular en tejido hepático de rata en un 12 % en comparación con el control (grupo I). El nivel de GSH no difirió de los valores de control en los riñones de los animales del grupo III (K2Cr2O7 14 días). Sin embargo, hubo una disminución en la reserva de GSH en el hígado y los riñones de las ratas después de 14 días de acción de Cr(VI) (grupo IV) en relación con el grupo I en un 34 % y un 36 %, respectivamente. A su vez, la alta sensibilidad del tejido renal a la toxicidad inducida por Cr(VI) puede ser la razón de la inactivación de las GP en los riñones de los animales del grupo IV [1, 16].
Los autores también sugieren que el mecanismo de inactivación de GP bajo la condición de toxicidad por Cr(VI) se lleva a cabo mediante la unión de Cr(VI) al sitio activo de la enzima y el desplazamiento directo de los cofactores-metales del sitio activo [25].
La actividad de GR no cambió en el hígado de los animales del grupo III con respecto al control. Pero 14 días de exposición al Cr(VI) condujeron a una disminución de la actividad de GR en el tejido hepático de rata de los animales en un 17 % en comparación con el grupo I. También se observó inhibición de la actividad de GR en el tejido renal de los animales después de 7 (grupo III) y 14 (grupo IV) días de inyección de K2Cr2O7 en comparación con el grupo I en un 45 y 43 por ciento, respectivamente.
Asumimos que una disminución inducida por Cr(VI)-an del contenido de GSH puede ser la razón de la supresión de GR en ambos tejidos de ratas [44-46]. Las moléculas de GSH proporcionan una neutralización directa de los radicales libres, juegan un papel clave en los mecanismos de protección antioxidante de las células [47] y están involucradas en los procesos de reducción de Cr(VI) [19]. Por lo tanto, la disminución en el contenido de GSH en el hígado de ratas afectadas por Cr(VI) podría ser una consecuencia del uso intensivo de moléculas de GSH en los procesos de neutralización de ROS y radicales libres en condiciones de estrés oxidativo inducido por K2Cr2O7-.
Los datos de la literatura también describen el mecanismo directo de la inhibición de la actividad GR debido a la unión específica del metal pesado al par redox tiol/tiolato y al residuo de histidina en el centro catalítico de la forma reducida de la enzima. Luego, el ion metálico unido provoca cambios en la flexión del anillo de isoaloxazina de FAD y la hidrofobicidad de su microambiente. Como resultado, se inhibe la actividad enzimática de GR [48].
La administración de vitamina E (grupo V) y vitamina E en complejo con ETS (grupo VI) provocó un aumento en el nivel de GSH en el hígado de ratas en relación con el grupo II en un 15 y un 21 por ciento, respectivamente. El impacto complejo previo de vitamina E y ETS por la siguiente acción de Cr(VI) durante 7 (grupo VII) y 14 días (grupo VIII) condujo a una elevación del contenido de GSH en el tejido hepático en comparación con el grupo II en un 21 y 23 por ciento , respectivamente.
No encontramos una diferencia estadísticamente significativa en los cambios del contenido de GSH en tejidos animales después de la administración de vitamina E y vitamina E en complejo con ETS. Solo observamos una tendencia a aumentar los niveles de GSH en los riñones de los animales después del tratamiento durante 14 días con vitamina E y vitamina E en complejo con ETS.
Según la literatura, la vitamina E exhibe propiedades hepatoprotectoras y nefroprotectoras contra la toxicidad inducida por Cr(VI), restaura el contenido de GSH y apoya la actividad de las enzimas AOS [14, 19]. Los autores también informan que los tiosulfonatos son responsables de la activación dependiente de Nrf2- de los elementos sensibles a los antioxidantes (ARE), que inducen la activación de las enzimas del sistema de defensa antioxidante y la eliminación de radicales libres. La activación de ARE mediada por tiosulfonato estimula la actividad de genes que codifican -GCS. Quizás mecanismos similares estén involucrados en el aumento del contenido de GSH bajo la acción de ETS [26]. Los datos de la literatura también indican que la estimulación ARE induce la expresión de los genes GR y GS. Estas enzimas juegan un papel clave en la síntesis y reducción de moléculas de GSH [49].
Las moléculas de tiosulfonato también tienen la capacidad de transformarse en mono-, di- y trisulfuros. Es posible que los productos de transformación de tiosulfonatos que contienen azufre puedan estar involucrados en la biosíntesis de nuevas moléculas de GSH [29].
El pretratamiento complejo con vitamina E y ETS por la siguiente actina de Cr(VI) durante 7 días (grupo VII) y 14 días (grupo VIII) mostró solo una tendencia a la restauración de la actividad de GP y GR en hígado de rata. Sin embargo, no encontramos una diferencia estadísticamente significativa en este caso.
La acción de la vitamina E en particular (grupo V) y en combinación con ETS (grupo VI) durante 14 días provocó una activación de GP en el tejido renal de los animales con respecto al grupo II en un 19 y 22 por ciento, respectivamente. El efecto complejo previo de vitamina E y ETS por la siguiente acción de Cr(VI) durante 7 días provocó un aumento en la actividad de GP en un 38 por ciento en riñones de rata del grupo VII en comparación con el grupo II (Tabla 2). Sin embargo, el aumento de la actividad de GP en riñones de rata del grupo VII (38 por ciento) en comparación con el grupo II fue un 47 por ciento menor que el porcentaje de hiperactivación de GP en tejido renal de rata del grupo III (85 por ciento) en relación con el grupo I.
A su vez, la actividad de GP fue suprimida en un 16 por ciento en tejido renal de ratas después del impacto previo de vitamina E en complejo con ETS durante 14 días por la siguiente acción de Cr(VI) durante 14 días (grupo VIII) en comparación con el grupo II. Sin embargo, la disminución de la actividad de GP en tejido renal de animales de los grupos VIII (16 por ciento) en comparación con el grupo II fue un 11 por ciento menor que el porcentaje de inactivación de GP en riñones de rata del grupo III (27 por ciento) en relación con el grupo I. Se observó un aumento en la actividad de GR (8 por ciento) después de 14 días de exposición compleja a vitamina E y ETS en el tejido renal de animales del grupo VI en relación con el grupo II.
El impacto complejo anterior de vitamina E y ETS por la siguiente acción de Cr(VI) durante 7 (grupo VII) y 14 días (grupo VIII) provocó una disminución de la actividad de GR en riñones de rata en relación con el grupo II en un 17 y 36 por ciento. respectivamente.
Sin embargo, la intensidad de la disminución de la actividad de GR en el tejido de riñón de rata de los grupos VII (17 por ciento) y VIII (36 por ciento) en relación con el grupo II fue un 28 y un 7 por ciento menor que el porcentaje de inactivación de la actividad de GR en los homogeneizados de riñón de los grupos III. (45 por ciento) y IV (43 por ciento) en comparación con el grupo I.
Presumimos que la estabilización parcial de la actividad de GP y la disminución en la intensidad de la supresión de GR en riñones de rata bajo la acción de Cr(VI) estuvo mediada por el efecto antioxidante de la vitamina E y el complejo ETS. Los resultados de los estudios descritos anteriormente indicaron que la exposición previa a la vitamina E y ETS atenuó la intensidad de los procesos de LP inducidos por Cr(VI) en los riñones de las ratas. De acuerdo con la literatura, un fuerte aumento del contenido de TBARS, LHP y productos de peroxidación de proteínas se acompaña de una interrupción de la actividad de las enzimas AOS relacionadas con GSH [50]. Es posible que el complejo efecto antioxidante de la vitamina E y ETS estabilice la actividad enzimática de GP y GR al reducir el contenido de LHP y TBARS en el tejido renal de los animales.
Así, la inyección intraperitoneal de K2Cr2O7 durante 7 días produce una ligera activación compensatoria de GP y un aumento del contenido de GSH en el hígado de ratas. También se observa una ligera estimulación de GP después de 14 días de acción de Cr(VI). Sin embargo, 14 días de exposición a K2Cr2O7 provocan el agotamiento de la reserva de GSH hepático y la inhibición de la actividad de GR. El agotamiento del contenido de GSH inducido por Cr (VI) se elimina en el tejido hepático mediante un pretratamiento intragástrico complejo de vitamina E y ETS. La acción de Cr(VI) durante 7 días conduce a la activación compensatoria de GP y la supresión de GR en los riñones de ratas. A su vez, 14 días de exposición a K2Cr2O7 provocan la inactivación de GP, GR y el agotamiento del contenido renal de GSH. El impacto complejo anterior de la vitamina E y ETS atenúa la intensidad de la inactivación de GR y estabiliza la actividad de GP en tejido renal de rata en condiciones de estrés oxidativo inducido por K2Cr2O7-.
3.3. Enzimas antioxidantes.
La inyección intraperitoneal de dicromato de potasio durante 7 y 14 días provocó una disminución de la actividad de SOD en tejido hepático de animales de los grupos III y IV con respecto a un grupo I en un 17 y un 33 por ciento, respectivamente (Tabla 3). Se observó activación de SOD después de 7 días de tratamiento con Cr(VI) en tejido renal de rata del grupo III (21 por ciento), pero 14 días de acción de Cr(VI) causaron supresión de la actividad enzimática de SOD en los riñones de animales del grupo IV (18 por ciento). ) en comparación con el grupo I.
La actividad de CAT aumentó en un 11 por ciento después de 7 días de exposición a Cr(VI), pero la administración de K2Cr2O7 durante 14 días estuvo acompañada de una disminución de la actividad de CAT en un 13 por ciento en tejido hepático de rata del grupo IV en relación con el grupo I. Cr(VI ) durante 7 días condujo a la activación de CAT (en un 15 por ciento), pero la toxicidad de K2Cr2O7 durante 14 días provocó una disminución de la actividad enzimática de CAT en el tejido renal de los animales del grupo IV en comparación con el grupo I.
Los autores informan que la razón de la activación de SOD (hígado y riñón) y CAT (hígado) en tejidos de rata del grupo III puede ser la sobreexpresión de genes antioxidantes o mecanismos compensatorios del sistema AOS contra el estrés oxidativo inducido por Cr(VI) [51]. ,52].
El análisis de los datos de la literatura también indica que Cr(VI) es un fuerte inhibidor de la actividad enzimática de SOD. Quizás, estos datos puedan explicar la inhibición de la actividad de SOD después de actina tóxica más prolongada de Cr(VI) en tejidos de rata del grupo IV (Cr(VI) durante 14 días). La acción tóxica del Cr(VI) conduce a la inhibición de la actividad enzimática de la SOD y al deterioro de la estructura molecular de la SOD debido a la intensificación de los procesos de peroxidación [53]. Los metales pesados, incluido el Cr(VI), tienen la capacidad de inactivar las enzimas AOS después de unirse directamente al sitio activo de las enzimas correspondientes [54]. Una vez suprimida la inactivación de SOD, la dismutación procesa O2- a H2O2. Como consecuencia, la estimulación de la formación de O2- inducida por Cr(VI) y la inhibición de los procesos de utilización de O2- pueden ser la causa de la inactivación de la enzima AOS, incluida la CAT [55].
La vitamina E en particular (grupo V) y en combinación con ETS (grupo VI) estimularon la actividad CAT en el tejido hepático de los animales en relación con el grupo I en un 15 y un 33 por ciento, respectivamente. También hubo una probable activación de CAT en riñones de rata de los grupos experimentales V y VI en comparación con el grupo II en un 23 y 28 por ciento, respectivamente (Tabla 3).
El pretratamiento complejo con vitamina E y ETS por la siguiente actina de Cr(VI) durante 7 días (grupo VII) y 14 días (grupo VIII) provocó un aumento de la actividad de CAT en el tejido hepático de rata en relación con el grupo II en un 17 y un 9 por ciento. respectivamente. También se observó activación de CAT en riñones de rata del grupo VII (13 por ciento) en relación con el grupo II. Sin embargo, la actividad enzimática de CAT en tejido renal de animales del grupo VIII se mantuvo al nivel de los indicadores del grupo II.
Los datos de la literatura informan que la vitamina E previene el agotamiento de la actividad enzimática de SOD, CAT y otras enzimas AOS en tejidos de ratones y ratas en condiciones de estrés oxidativo [56,57]. La vitamina E también atenúa el estrés oxidativo inducido por Cr(VI) en los testículos de rata debido a que restaura la actividad de SOD y CAT y reduce la intensidad de los procesos de LP [58].
Los tiosulfonatos están involucrados en la activación dependiente de Nrf2-de la estimulación del gen AOS [26]. La estimulación de Nrf2 conduce, a su vez, a una mayor expresión de genes que codifican CAT [59]. La alicina, uno de los análogos naturales de los tiosulfonatos, participa en la activación de genes responsables de la expresión de SOD, CAT y Nrf2 [60]. Es posible que las propiedades antioxidantes anteriores de la vitamina E, los tiosulfonatos y sus análogos naturales puedan ser la razón para restaurar la actividad enzimática de CAT bajo la acción del estrés oxidativo inducido por Cr(VI).
4. Conclusiones
Se sabe poco sobre las propiedades antioxidantes de los tiosulfonatos. También hay suficiente información que describe las propiedades protectoras de los tiosulfonatos contra la toxicidad inducida por metales pesados en los tejidos del organismo animal. Nuestros estudios previos indican que el pretratamiento con ETS puede ser eficaz para corregir la toxicidad hepática inducida por Cr(VI) en organismos de rata. Suponemos que es importante realizar más estudios sobre las propiedades antioxidantes del ETS en combinación con compuestos antioxidantes y reductores celulares para comprender mejor el papel de los tiosulfonatos en los mecanismos de prevención del estrés oxidativo inducido por metales pesados.
La generalización de los resultados obtenidos indica que la acción de K2Cr2O7 conduce a hepatotoxicidad y nefrotoxicidad inducidas por Cr(VI) debido a la intensificación de los procesos de LP y la elevación de la formación de LHP y TBARS en ambos tejidos animales. El sistema AOS implica mecanismos compensatorios para contrarrestar el estrés oxidativo inducido por Cr(VI). Estos mecanismos van acompañados de activación de SOD, CAT y GP en tejido renal, así como de estimulación de CAT, GP y acumulación de GSH en el hígado de ratas después de 7 días de exposición a Cr(VI). Sin embargo, una acción más prolongada de Cr(VI) durante 14 días conduce al agotamiento de los recursos del sistema AOS debido a la inactivación de las enzimas antioxidantes (SOD, CAT, GR, GP) y al agotamiento de la reserva de GSH en los tejidos hepáticos y renales de los animales. El complejo de vitamina E y ETS muestra un efecto antioxidante contra la toxicidad inducida por Cr(VI). El pretratamiento intragástrico de este complejo durante 14 días se manifiesta con una disminución de los procesos LP inducidos por Cr(VI) en el hígado y los riñones de las ratas. El impacto previo de la vitamina E y ETS también previene el agotamiento de CAT y GSH en el hígado, así como también elimina la intensidad de la inactivación de CAT, estabiliza la actividad de GP y GR en el tejido renal de animales bajo la condición de oxidación inducida por K2Cr2O7- estrés. La vitamina E en particular y en combinación con ETS suprime la elevación de LHP y estimula CAT en ambos tejidos de rata. El efecto antioxidante de estos compuestos también conduce a la acumulación de GSH hepático y activación de GP renal.
Los resultados obtenidos indican que el pretratamiento con vitamina E y ETS estabilizó parcialmente la alteración inducida por Cr(VI) en los mecanismos de acción del sistema de defensa antioxidante en riñones de rata. Además, los resultados de nuestro estudio pueden formar parte de los antecedentes para la creación de métodos eficaces de prevención y corrección de los estados antioxidantes y prooxidantes en los riñones afectados por la acción del estrés oxidativo inducido por Cr(VI).
1 Departamento de Bioquímica Adaptación y Ontogénesis de los Animales; Instituto de Biología Animal de NAAS; Leópolis; Ucrania
2 Departamento de Tecnología de Compuestos Biológicamente Activos; Farmacia y Biotecnología de la Universidad Nacional Politécnica de Lviv; Ucrania
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