Cambios en la actividad antioxidante durante la fermentación enzimática

Capítulo 4 Cambios en la actividad antioxidante durante la fermentación enzimática

Las frutas son ricas en nutrientes y vienen en muchas variedades. La producción de sustancias durante la fermentación es compleja y variada, y hay muchos estudios en suactividad antioxidante. La gente siempre está explorando y descubriendo, buscando alimentos que sean beneficiosos parasalud humana, Entonces, las enzimas se han convertido en un tema candente en los últimos años. El proceso tradicional de producción de enzimas es obtener enzimas mediante fermentación natural de frutas y verduras. Basado en investigaciones anteriores, este artículo agrega 4 bacterias de fermentación beneficiosa. Esta bacteria en sí también existe en la enzima. Después de la adición adicional de bacterias, se cambia el número y el tipo de microorganismos en el proceso de fermentación. ¿Qué efecto tendrá este cambio en su actividad antioxidante? En el capítulo anterior, tomamos manzanas como un ejemplo para una explicación detallada. La comparación de la actividad antioxidante del grupo experimental y el grupo control a diferentes concentraciones de enzimas mostró que la actividad antioxidante de la enzima en el grupo experimental fue mayor que la del grupo de control. La intensidad de la actividad antioxidante también refleja la confiabilidad de la enzima de cierta manera.

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Este capítulo agrega frutas comunes de peras y cítricos al experimento original, y rastrea y detecta los cambios en suactividad antioxidantedurante la fermentación. Sobre la base de la reducción de los costos, a través de experimentos, esperamos reflejar de manera más integral la actividad biológica de las enzimas después de agregar bacterias, y proporcionar una cierta base teórica y apoyo de datos para la producción de enzimas microbianas B By Inoculación artificial de cepas.

 

 

 

4.1 Materiales y métodos

4.1.1 Materiales

(1) Materiales experimentales

Lave las manzanas frescas, las peras y las frutas cítricas con agua estéril en condiciones estériles, secarlas naturalmente en una mesa de operación estéril, pellarlas y cortarlas para su uso posterior. Agregue azúcar blanca y frutas a un frasco de vidrio esterilizado a una relación de masa de 1: 1. Active las bacterias requeridas para el experimento e inoculan en la enzima de acuerdo con el esquema óptimo (este paso de operación se omite para el grupo de control), séltelo y colóquela en un lugar fresco y seco. Tome muestras en diferentes períodos de tiempo de fermentación a temperatura ambiente para obtener todo el líquido enzimático que contiene pulpa de fruta y filtrela. Tome el sobrenadante como la muestra experimental y úselo para medir los datos relevantes después de centrifugarlo a 10, 000 rpm en una centrífuga de alta velocidad durante 15 minutos. Vale la pena señalar que en el proceso de hacer enzimas, para evitar la contaminación innecesaria, todas nuestras operaciones se llevan a cabo en condiciones estériles.

(2) Instrumentos principales

Los instrumentos requeridos para el experimento son los mismos que 3.1.1 (2).

 

4.1.2 Métodos

(1) Cambios en el contenido total de fenol durante la fermentación

Se añadieron 450 μl de solución de muestra con agua destilada para hacer el volumen 46 ml, y luego se añadieron 1 ml de reactivo de folin-fenol. Mezcle bien y reaccione por 3 minutos. Luego se agregaron 3 ml de 20% de NACO3. La mezcla se agitó en un baño de agua de temperatura constante a 25 grados durante 2 h. El agua destilada se usó como control en blanco. La absorbancia A se midió a 760 nm por el espectrofotómetro. Se realizaron tres réplicas para cada tratamiento. El contenido total de fenol se calculó de acuerdo con la ecuación de la curva estándar.

(2) Cambios en la reducción del poder durante la fermentación

Agregue 45 0 μl de muestra a 2.5 ml de tampón fosfato con una concentración de 0. 2mol/L y un valor de pH de 6.6, luego agregue 2.5 ml de potasio ferricianuro (w/v) con una concentración de masa de 1%, rea a 5 {{{23} grado para 30 minutos, agregado 2.5aTration de treiclatración de treicloro de 1%, rea a 5 {{}}} Grado para 30 minutos, agregar 2.5aTration de tricética de una concentración de masa de 1%, rea a 5 {{{}}} Grado para 30 minutos, agregar 2.5aTration de treichligration de treichloro (W/V) Con una concentración de masa del 10%, centrífuga a 3000 rpm durante 10 minutos, elimine y dibuje inmediatamente 2.5 ml de sobrenadante en un matraz volumétrico, agregue 2.5 ml de agua destilada y 0.5 ml de cloruro férrico (W/V) con una concentración de masa de 0.1%. Use agua destilada como control en blanco y mida la absorbancia A a una longitud de onda de 700 nm con un espectrofotómetro. Realice 3 réplicas para cada tratamiento. La resistencia de la potencia reductora se determina en función del valor de absorbancia.

 

(3) Cambios en la capacidad de eliminación radical del anión superóxido durante la fermentación
Coloque 4.5 ml de 0. {{1 0}} 5 mol/l pH 8.2 tampón Tris-HCl en un baño de agua de temperatura constante y ajuste la temperatura a 25 grados. Después de 20 minutos, agregue 1 ml de solución de muestra enzimática y 0,4 ml de solución de pirogalol con una concentración molar de 25 mmol/L. Mezcle bien y coloque en un baño de agua de 25 grados durante 5 minutos. Agregue 1.0 ml de 8 mol/l de HCl para terminar la reacción. Use el tampón Tris-HCL como referencia y use un espectrofotómetro para medir la absorbancia A a 299 nm para calcular la velocidad de eliminación. El grupo de control en blanco utiliza 1 ml de solvente en lugar de muestra. La tasa de eliminación radical del anión superóxido se calcula de acuerdo con la tasa de eliminación radical del anión superóxido (%)=(a 1- a2)/A1 × 100 (4.1) donde: A1 es la absorción del grupo de control en blanco; A2 es la absorbancia de la solución de muestra enzimática del grupo experimental.

 

(4) Cambios en la capacidad de eliminación de radicales hidroxilo durante la fermentación

 

Agregue agua a 45 0 μL Solución de muestra a 2 ml, luego agréguelo a 1.4 ml de peróxido de hidrógeno con una concentración de masa molar de 6 mmol/L, luego agregue 0.6 ml 1h. Cero con agua destilada y mida la absorbancia A a una longitud de onda de 562 nm con un espectrofotómetro. Se realizaron tres réplicas para cada tratamiento. La tasa de eliminación de radicales hidroxilo se calculó de acuerdo con la fórmula 4.2: tasa de eliminación de radicales hidroxilo (%)=[(a 1- a2)/a1] × 100 (4.2) donde: A1 es la absorbancia promedio del blanco; A2 es la absorbancia promedio de la solución de muestra.

 

(5) Cambios en la capacidad de eliminación de radicales libres de DPPH durante la fermentación
Transfiera con precisión 2 ml de solución de muestra enzimática a un matraz volumétrico de 1 0 ml, luego agregue 2 ml de solución acuosa de etanol DPPH al 80% a la matraz volumétrica, con una concentración de masa molar de 2 × 10-4} mol/L. Mezcle bien y deje reposar a temperatura ambiente durante 30 minutos. Tome una solución de etanol al 80% como referencia y mida la absorbancia de la muestra a una longitud de onda de 517 nm, que se registra como A1. Mezcle 2 ml de solución DPPH y 2 ml de solución de etanol al 80%, y mida su absorbancia a la misma longitud de onda, que se registra como A0. Mezcle 2 ml de solución enzimática y 2 ml de solución de etanol al 80%, y mida su absorbancia a la misma longitud de onda, que se registra como A2. Se realizaron tres réplicas para cada tratamiento. Calcule la tasa de eliminación de radicales libres DPPH de acuerdo con la Fórmula 4.3:
DPPH Radical Radical Radical Tasa (%) {{0}} [1- (a 1- a2)/a 0] × 100 (4.3) donde: A1 es la absorbancia promedio de 2 ml dpph 80% etanol aqueeo solución aqueosa de la muestra; A2 es la absorbancia de 2 ml de solución enzimática y 2 ml de solución mixta de etanol al 80%; A0 es la absorbancia de la solución DPPH de 2 ml y la solución mixta de etanol al 80% de 2 ml.

(6) Cambios en la capacidad de eliminación de radicales libres ABTS durante la fermentación
Se suplementó 8 μl de solución de muestra a 10 μl con tampón fosfato (5 mmol/L pH 7,4) y luego se mezcló uniformemente con 10 ml de sulfato de potasio y ABTS mixta solución para reaccionar a una temperatura de reacción de 30 grados y un tiempo de reacción de 5 min. Cero la solución con agua destilada y mida la absorbancia A a una longitud de onda de 734 nm usando un espectrofotómetro. Se realizaron tres réplicas para cada tratamiento. La tasa de eliminación de radicales libres ABTS se calculó de acuerdo con la Fórmula 4.4:
ABTS Tasa de eliminación de radicales libres (%)=[(a 1- a2)/a1] × 100 (4.4) donde: a1 es la absorbancia del grupo de control en blanco; A2 es la absorbancia del grupo experimental de muestra.