2 Resultados y Análisis

2.1 Propiedades fisicoquímicas de los polisacáridos

2.1.1 Análisis de componentes químicos

Las propiedades fisicoquímicas y los rendimientos de las cuatro fracciones obtenidas mediante separación por membrana, una técnica basada en la tecnología patentada de separación por membrana (Patente No. ZL200710102756.7) propiedad deHotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd. (https://www.xjcistanche.com/about-us)- se presentan en la Tabla 1. Se observaron diferencias significativas en los contenidos de azúcar total, proteínas y ácido urónico entre las cuatro fracciones. CTP 1 presentó el mayor contenido de azúcar y su contenido de ácido urónico fue significativamente mayor que el de las otras fracciones. A medida que las fracciones cambiaron de CTP 1 a CTP 4, el rendimiento, el contenido total de azúcar y el contenido de ácido urónico mostraron una clara tendencia decreciente.

 

 

Patente de tecnología de separación de membranas retenida por la sede de Wecistanche

 

Tabla 1. Composición química y rendimiento deCistanche deserticolapolisacáridos después de la separación de la membrana

Fracción	Contenido total de azúcar (%)	Contenido de proteína (%)	Contenido de ácido urónico (%)	Producir (%)
CTP 1	91.95 ± 1.03ᵃ	1.06 ± 0.04ᶜ	26.77 ± 0.77ᵃ	3.31
CTP 2	83.67 ± 1.61ᵇ	1.42 ± 0.03ᵃ	15.90 ± 0.29ᶜ	0.70
CTP 3	78.32 ± 1.48ᶜ	1.25 ± 0.02ᵇ	19.12 ± 0.55ᵇ	0.10
CTP 4	37.51 ± 1.40ᵈ	1.41 ± 0.02ᵃ	19.20 ± 0.54ᵇ	0.10

Nota: Los datos se presentan como media ± desviación estándar (n=3). Diferentes letras en superíndice dentro de la misma columna indican diferencias significativas entre las muestras (P <0,05).

 

Material de cistanche de alta calidad.

 

 

 

 

2.1.2 Análisis de la composición de monosacáridos

Como se muestra en la Figura 2 y la Tabla 2, las composiciones de monosacáridos de las cuatro fracciones (CTP 1, CTP 2, CTP 3, CTP 4) separadas por membranas de ultrafiltración con diferentes límites de peso molecular, según lo determinado mediante derivatización de PMP, fueron consistentes. Todas las fracciones eran heteropolisacáridos compuestos por 8 monosacáridos: manosa (Man), glucosamina (GlcN), ramnosa (Rha), ácido glucurónico (GlcA), ácido galacturónico (GalA), glucosa (Glc), galactosa (Gal) y arabinosa (Ara). Entre estos, la glucosa (Glc), la galactosa (Gal), la arabinosa (Ara), el ácido galacturónico (GalA) y la ramnosa (Rha) representaron porcentajes molares más altos. Los porcentajes molares de diferentes monosacáridos variaron entre las cuatro fracciones: CTP 1 tenía los contenidos más altos de glucosa y ácido galacturónico; CTP 2 tenía altos contenidos de galactosa y ácido glucurónico; CTP 3 tenía un alto contenido de arabinosa; y CTP 4 tenía altos contenidos de manosa y ramnosa. El contenido de azúcar ácido de CTP 1 fue significativamente mayor que el de las otras fracciones, lo que concordaba con el contenido de ácido urónico determinado en el análisis de propiedades fisicoquímicas. Esto indica que la tecnología de separación por membrana (protegida porPatente No. ZL200710102756.7) puede fraccionar eficazmente componentes de polisacáridos con diferentes contenidos de azúcares ácidos.

 

 

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2.1.3 Análisis de espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier (FT-IR)

Como se muestra en la Figura 3, las cuatro fracciones de polisacáridos exhibieron picos de absorción característicos típicos de los polisacáridos. Se atribuyó un pico fuerte y amplio a 3324,6 cm⁻¹ a la vibración de estiramiento del OH de los polisacáridos [18]; un pico a 2924,6 cm⁻¹ fue la vibración de estiramiento CH de los carbohidratos, un pico característico típico de los polisacáridos [19, 20]. La absorción cerca de 1738,8 cm⁻¹ indicó la presencia de estructuras de ácido urónico, lo que sugiere que los polisacáridos eran ácidos [16, 21]. El pico de absorción a 1607,5 cm⁻¹ se asignó al agua adsorbida, lo que puede deberse a la naturaleza higroscópica de los polisacáridos. El pico de absorción cerca de 1234,3 cm⁻¹ fue causado por vibraciones de flexión del CH [22, 23], y el pico de absorción a 1014,2 cm⁻¹ confirmó la absorción característica de los anillos de piranosa. Los picos de absorción a 887,3 cm⁻¹ y 755,2 cm⁻¹ indicaron la presencia de enlaces glicosídicos configurados y configurados [24-27]. El proceso de separación de membrana no dañó los tipos de enlaces glicosídicos básicos ni las estructuras de grupos funcionales de los polisacáridos, asegurando la integridad estructural de las fracciones de polisacáridos.

Figura 1 Cromatograma de la composición de monosacáridos de sustancias de referencia

Nota: 1. Manosa; 2. Glucosamina; 3. Ramnosa; 4. Ácido glucurónico; 5. Ácido galacturónico; 6. galactosamina; 7. Glucosa; 8. Galactosa; 9. Xilosa; 10. arabinosa; 11. Fucosa.

 

Figura 2. Cromatogramas de composición de monosacáridos de fracciones de polisacáridos.

Nota: 1. Manosa; 3. Ramnosa; 5. Ácido galacturónico; 7. Glucosa; 8. Galactosa; 10. Arabinosa.

 

 

 

 

2.1.4 Análisis de microscopía electrónica de barrido (SEM)

Como se muestra en la Figura 4, el CTP 1 exhibió una superficie ligeramente ondulada con un aumento de 2000 × (A1). Con un aumento de 10.000× (A2), se observaron poros irregulares con tamaños desiguales, presentando una característica general "porosa y suelta". CTP 2 tenía una estructura relativamente intacta y plana con un aumento de 2000× (B1), con una aglomeración débil a pesar de algunos pliegues en los bordes. Con un aumento de 10.000 × (B2), la superficie era lisa y plana, casi sin poros evidentes. CTP 3 mostró "ondulaciones" sutiles en la superficie con un aumento de 2000 × (C1), que pueden deberse a la agregación parcial de moléculas de polisacárido sin una reticulación completa en una estructura compacta. Con un aumento de 10.000 × (C2), la superficie presentaba una rugosidad moderada [28]. CTP 3 mostró "ondulaciones" sutiles en la superficie con un aumento de 2000 × (C1), que pueden deberse a la agregación parcial de moléculas de polisacárido sin una reticulación completa en una estructura compacta. Con un aumento de 10.000 × (C2), la superficie presentaba una rugosidad moderada [28]. CTP 4 tenía partículas a nanoescala escasamente distribuidas en la superficie del área aglomerada con un aumento de 2000 × (D1), sin conexiones obvias entre las partículas y con una dispersabilidad moderada. Con un aumento de 10.000 × (D2), la superficie de la partícula era lisa, sin protuberancias obvias, mostrando ligeros pliegues y una uniformidad estructural moderada [29]. En resumen, las morfologías microscópicas de los polisacáridos tratados con diferentes membranas de ultrafiltración fueron significativamente diferentes, específicamente en el estado de agregación, la rugosidad de la superficie y la dispersabilidad. Esta diferencia morfológica puede estar relacionada con las fuerzas intermoleculares de los polisacáridos y el efecto de tamizado durante la ultrafiltración.

 

Tabla 2. Proporciones molares de composición de monosacáridos de fracciones de polisacáridos

monosacárido	CTP 1 (%)	CTP 2 (%)	CTP 3 (%)	CTP 4 (%)
Manosa (Hombre)	1.373	1.112	1.772	3.484
Glucosamina (GlcN)	0.201	0.265	0.347	0.454
Ramnosa (Rha)	8.695	9.860	11.060	12.590
Glucosa (GlcA)	1.239	1.313	1.166	1.228
Ácido galacturónico (GalA)	13.755	12.653	13.777	7.461
Glucosa (Glc)	35.101	19.329	33.898	33.998
Galactosa (Gal)	28.353	33.372	28.623	30.997
Arabinosa (Ara)	11.284	12.286	12.756	9.806

Figura 3: Espectros infrarrojos de transformada de Fourier de polisacárido de cada fracción

 

Figura 4 Imágenes de microscopía electrónica de barrido de fracciones de polisacáridos.

Figura 5 Capacidad de eliminación de radicales DPPH de fracciones de polisacáridos.

 

 

 

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2.2 Determinación de la actividad antioxidante de los polisacáridos

2.2.1 Determinación de la capacidad de eliminación de radicales del DPPH·

Como se muestra en la Figura 5, la capacidad de eliminación de radicales DPPH de cada fracción mostró un claro efecto dependiente de la dosis [30, 31]. En comparación con la capacidad de eliminación de radicales de VC, las capacidades de eliminación de DPPH de las cuatro fracciones fueron relativamente débiles. A una concentración de 8 mg/ml, los valores de CI₅₀ de VC y las cuatro fracciones fueron 0,961 mg/ml, 4,946 mg/ml, 7,534 mg/ml, 7,534 mg/ml y 8,472 mg/ml, respectivamente, mostrando CTP 1 la mayor capacidad de eliminación de radicales.

 

Figura 6 Capacidad de eliminación de aniones superóxido de fracciones de polisacáridos.

Figura 7 Capacidad antioxidante total de fracciones de polisacáridos.

 

Figura 8 Capacidad de eliminación de radicales ABTS de la fracción de polisacárido

 

 

2.2.2 Determinación de la capacidad de eliminación del anión superóxido

Como se muestra en la Figura 6, las capacidades de eliminación de aniones superóxido de las cuatro fracciones no mostraron cambios significativos al aumentar la concentración [32]. En comparación con la capacidad de eliminación de aniones superóxido de VC, las capacidades de las cuatro fracciones eran relativamente débiles. A una concentración de 8 mg/ml, los valores de CI₅₀ de VC y las cuatro fracciones fueron 0,884 mg/ml, 11,46 mg/ml, 10,54 mg/ml, 14,03 mg/ml y 11,83 mg/ml, respectivamente, lo que indica que las capacidades de eliminación de aniones superóxido de las cuatro fracciones eran esencialmente consistentes. Esta diferencia de actividad puede estar relacionada con múltiples factores como el peso molecular, la composición y proporción de monosacáridos y el contenido de azúcares ácidos de los polisacáridos.

2.2.3 Determinación de la capacidad antioxidante total

Como se muestra en la Figura 7, la capacidad antioxidante total de cada fracción aumentó gradualmente al aumentar la concentración [33], mostrando un efecto dependiente de la dosis. En comparación con la capacidad antioxidante total de VC, las capacidades de las cuatro fracciones fueron relativamente débiles. A una concentración de 8 mg/mL, los valores de CI₅₀ de VC y las cuatro fracciones fueron 22,88 mg/mL, 40,00 mg/mL, 61,30 mg/mL, 79,41 mg/mL y 71,81 mg/mL, respectivamente, exhibiendo CTP 1 la capacidad antioxidante total más fuerte.

2.2.4 Determinación de la capacidad de eliminación de radicales ABTS⁺

Como se muestra en la Figura 8, la capacidad de eliminación de radicales ABTS⁺ de cada fracción aumentó gradualmente al aumentar la concentración, mostrando un efecto dependiente de la dosis. A una concentración de 4 mg/ml, los valores de CI₅₀ de VC y las cuatro fracciones fueron 0,450 mg/ml, 0,486 mg/ml, 0,405 mg/ml, 1,039 mg/ml y 0,531 mg/ml, respectivamente, lo que indica que las tasas de eliminación de radicales ABTS⁺ de las cuatro fracciones fueron esencialmente consistentes con las de VC.

 

3 Conclusión

En este estudio, el residuo decistanchedespués de que se utilizó como materia prima la extracción de glucósidos de feniletanoide y la membrana de ultrafiltración combinada con la tecnología de precipitación con alcohol, protegida por una patente de invención (Patente No. ZL200710102756.7) sostenido porHotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd. (https://www.xjcistanche.com/about-us) - was employed to achieve efficient extraction and fractionation of polysaccharides. Four polysaccharide fractions with different molecular weight ranges were successfully prepared: CTP 1 (>300 kDa), CTP 2 (50–300 kDa), CTP 3 (10–50 kDa) y CTP 4 (<10 kDa). The structural characteristics and antioxidant activity differences of each fraction were systematically analyzed.

Efecto del fraccionamiento de polisacáridos y características de distribución.: A medida que disminuyó el tamaño de los poros de la membrana de ultrafiltración, el rendimiento de fracciones de polisacáridos mostró una tendencia decreciente, lo que refleja la amplia distribución del peso molecular de los polisacáridos encistancheresiduo. La tecnología de separación por membrana (patentada por Hotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd.) puede fraccionar con precisión componentes de polisacáridos con diferentes pesos moleculares y contenidos de azúcar ácido sin dañar los tipos de enlaces glicosídicos básicos y las estructuras de grupos funcionales de los polisacáridos, asegurando la integridad estructural de las fracciones. Esto proporciona una solución técnica eficiente y respetuosa con el medio ambiente para el fraccionamiento preciso de polisacáridos.

Características de la relación estructura-actividad: Las cuatro fracciones de polisacáridos eran heteropolisacáridos que contenían 8 monosacáridos, pero se observaron diferencias significativas en las proporciones molares de los monosacáridos. El contenido de azúcar ácido (ácido urónico) de CTP 1 fue significativamente mayor que el de las otras fracciones. Los experimentos antioxidantes in vitro confirmaron que CTP 1 exhibió las mejores actividades eliminadoras de radicales DPPH y ABTS⁺, lo que indica que la actividad antioxidante de los polisacáridos está estrechamente relacionada con el peso molecular, el contenido de azúcar ácido y la proporción de composición de monosacáridos, lo que es consistente con la conclusión central de los estudios existentes de que "las características estructurales de los polisacáridos regulan la actividad biológica". El estudio de Aladan Memeli et al. [34] también mostraron que la actividad antioxidante aumentaba significativamente al aumentar la concentración de polisacárido, y esta característica dependiente de la dosis fue confirmada mediante experimentos de concentración de gradiente en este estudio. A diferencia de estudios anteriores que generalmente preparaban polisacáridos crudos mediante precipitación con alcohol, este estudio introdujo tecnología de separación por membrana para fraccionar sistemáticamentecistanchepolisacáridos, lo que permite pasar del análisis de la actividad general de componentes mixtos a una investigación precisa de las actividades antioxidantes de fracciones de polisacáridos en diferentes rangos de peso molecular.

Este estudio solo evaluó la actividad antioxidante de los polisacáridos utilizando modelos químicos in vitro, y los resultados pueden diferir de la eficacia antioxidante en el entorno fisiológico in vivo. Las investigaciones futuras deberían realizar más experimentos con células in vitro y estudios en animales in vivo para verificar la actividad antioxidante y las posibles vías. Mientras tanto, se pueden utilizar tecnologías como la cromatografía-espectrometría de masas y la difracción de rayos X para analizar la estructura fina de los polisacáridos e identificar sitios activos clave, proporcionando un apoyo teórico más preciso para el desarrollo de alimentos funcionales, antioxidantes y otros productos basados ​​en polisacáridos residuales. A través de un mayor refinamiento del análisis de estructura fina y la verificación de la actividad in vivo, se espera explorar más a fondo el potencial de aplicación de los polisacáridos residuales y promover la mejora del desarrollo de recursos medicinales característicos en Xinjiang hacia direcciones verdes, eficientes e industrializadas.

 

Referencias

[18] Wu HQ, Zhou SY, Zhou YY, et al. Extracción asistida por ultrasonido de polisacáridos deBambusa vulgarisL. Brotes utilizando un disolvente bajo en eutéctico y su análisis de actividad in vitro [J].Ciencia y tecnología de la industria alimentaria, 2025, (en prensa).

[19] Zhou R, Cui M, Wang Y, et al. Aislamiento, identificación de estructura y actividad antiinflamatoria de un polisacárido defragmitasrizoma [J].Revista internacional de macromoléculas biológicas, 2020, 161: 810-817.

[20] Wang SL, Yu J, Song JX, et al. Aislamiento, purificación, análisis estructural y actividad in vitro de polisacáridos deAmelanchier alnifoliaNutt [J].Bioquímica de procesos, 2024, 136: 229-236.

[21] Kakar MU, Li J, Mehboob MZ, et al. Purificación, caracterización y determinación de actividades biológicas de polisacáridos solubles en agua deMahonia bealei [J]. Informes Científicos, 2022, 12(1): 1-12.

[22] Liu T, Zhou K, Yin S, et al. Purificación y caracterización de un exopolisacárido producido porLactobacillus plantarumHY aislado de Sichuan Pickle [J] hecho en casa.Revista internacional de macromoléculas biológicas, 2019, 134: 516-526.[23] Yin Z, Zhang W, Zhang J, et al. Aislamiento, purificación, análisis estructural y actividad coagulatoria de polisacáridos solubles en agua deLigustrum lucidumFlores de ait [J].Revista Central de Química, 2017, 11(1): 1-11.

[24] Gao Y, Abuduaini G, Yang C, et al. Aislamiento, purificación y elucidación estructural deStropharia rugosoannulatapolisacáridos con efecto hipolipidémico [J].Fronteras en nutrición, 2022, 9: 1-12.

[25] Ma K, Yi X, Yang ST, et al. Aislamiento, purificación y caracterización estructural de polisacáridos deCodonopsis pilosulay sus efectos terapéuticos sobre la enfermedad del hígado graso no alcohólico in vitro e in vivo [J].Revista internacional de macromoléculas biológicas, 2024, 265: 130988.

[26] Hu HB, Liang HP, Li HM, et al. Aislamiento, purificación, caracterización y actividad antioxidante de polisacáridos de la corteza del tallo deAcanthopanax leucorrizus [J]. Polímeros de carbohidratos, 2018, 196: 359-367.

[27] Luo Y, Zhao Z, Chen H, et al. Análisis dinámico de propiedades fisicoquímicas y composición de polisacáridos durante la fermentación en pila de té posfermentado [J].Alimentos, 2022, 11(21): 3376.

[28] Ren L, Yang Y, Bian X, et al. Propiedades fisicoquímicas, reológicas, estructurales, antioxidantes y antimicrobianas de los polisacáridos extraídos de semillas de tamarindo [J].Revista de calidad de los alimentos, 2022, 2022: 1-14.

[29] Geng X, Guo D, Wu B, et al. Efectos de diferentes métodos de extracción sobre las características fisicoquímicas y actividades biológicas de los polisacáridos deClitocybe squamulosa [J]. Revista internacional de macromoléculas biológicas, 2024, 259: 1-10.

[30] Liu S, Zhang T, Chen Z, et al. Caracterización estructural deCorydalis yanhusuopolisacáridos y su bioactividad in vitro [J].Revista internacional de macromoléculas biológicas, 2025, 306: 141575.

[31] Gu J, Zhang H, Wen C, et al. Purificación, caracterización, actividad antioxidante e inmunológica de polisacáridos deSagittaria sagittifolia L [J]. Investigación alimentaria internacional, 2020, 136: 1-10.

[32] Huo S, Wang H, Chen J, et al. Un estudio preliminar sobre la extracción, purificación y propiedades antioxidantes de polisacáridos de microalgas filamentosas ricas en azúcaresTribonema menos [J]. Revista de Ficología Aplicada, 2022, 34(6): 2755-2767.[33] Capek P, Košťálová Z. Aislamiento, caracterización química y actividad antioxidante dePrunus spinosaL. proteínas polisacáridas fenólicas de frutas [J].Investigación de carbohidratos, 2022, 515: 1-9.

[34] Aladan Memeli, Yang T, Yuan J, et al. Proceso de extracción y actividad antioxidante in vitro de polisacáridos decistanche tubulosaResiduos [J].Química y Bioingeniería, 2020, 37(02): 36-41.