Inmunidad innata antiviral basada en ARNi en plantas Parte 1

Abstracto:

Se desarrollaron múltiples inmunidades antivirales para defender contra la infección viral en los huéspedes. La inmunidad innata antiviral basada en la interferencia de ARN (ARNi) se conserva evolutivamente en eucariotas y desempeña un papel vital contra todos los tipos de virus. Durante la carrera armamentista entre el huésped y el virus, muchos virus desarrollan supresores virales de silenciamiento de ARN (VSR) para inhibir la inmunidad innata antiviral. Aquí, revisamos el mecanismo en diferentes etapas en la inmunidad innata antiviral basada en ARNi en plantas y las contrarrestaciones de varios VSR, principalmente tras la infección de virus de ARN en la planta modelo Arabidopsis. También se propusieron algunos desafíos críticos en el campo, y creemos que aclarar aún más la inmunidad innata antiviral conservada puede transmitir un amplio espectro de estrategias antivirales para prevenir enfermedades virales en el futuro.

Existe una estrecha relación entre la inmunidad antiviral y la inmunidad.

1. La inmunidad es clave contra los virus: El sistema inmunológico es uno de los mecanismos de defensa más importantes del organismo. El sistema inmunitario protege al cuerpo de las enfermedades destruyendo, controlando y evitando que los virus entren en el cuerpo. Si tiene un sistema inmunitario fuerte, tendrá una mejor respuesta inmunitaria antiviral y una mejor capacidad para combatir las infecciones virales.

2. La inmunidad antiviral es clave para la inmunidad: la respuesta inmune antiviral se refiere a la respuesta inmune del sistema inmunitario a la invasión del virus en el cuerpo. En el proceso, el cuerpo produce anticuerpos y células inmunitarias que reconocen y eliminan el virus. Estos anticuerpos y células inmunitarias están estrechamente relacionados con la inmunidad, impulsando la función del sistema inmunitario y mejorando la capacidad del cuerpo para combatir los virus.

3. La inmunidad y la inmunidad antiviral son interdependientes: la inmunidad y la inmunidad antiviral son interdependientes. Las personas con inmunidad débil tienen una resistencia reducida al virus y son propensas a la infección y a graves consecuencias, mientras que las personas con respuestas inmunitarias antivirales débiles son propensas a la infección por el virus, lo que afecta la función del sistema inmunitario.

Por lo tanto, mantener una buena inmunidad puede mejorar la respuesta inmunitaria antiviral y prevenir la infección viral. Mientras tanto, para algunos virus específicos, como los coronavirus, las vacunas también se pueden usar para activar y fortalecer la respuesta inmune antiviral del sistema inmunológico. Por lo tanto, debemos prestar atención a la promoción de la inmunidad. Cistanche puede mejorar la inmunidad, y la mezcla de carne es rica en una variedad de sustancias antioxidantes, como vitamina C, carotenoides, etc., que pueden eliminar los radicales libres, reducir el estrés oxidativo y mejorar la resistencia del sistema inmunológico.

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Palabras clave:

virus; inmunidad innata antiviral; ARNi; ARN pequeño; VSR.

1. Introducción

El fenómeno del silenciamiento del ARN se observó por primera vez en las plantas en 1990, cuando la introducción del transgén de la chalcona sintasa en la petunia condujo a la supresión de los genes homológicos endógenos [1,2]. En 1998, Andrew Fire y Craig Mello descubrieron que los ARN de doble cadena (dsRNA) causaban una interferencia potente y específica en Caenorhabditis elegante [3] y denominaron el fenómeno interferencia de ARN (RNAi), que ganó el Premio Nobel de Fisiología y Medicina en 2006 y abrió una revolución en el campo de la biología [3,4]. Numerosos estudios mostraron que el ARNi se conservó evolutivamente en eucariotas y regulaba todos los aspectos de los eventos biológicos [5,6]. La señalización de ARNi se estableció con la identificación de algunos componentes clave en la vía.

Se descubrió que el ARN pequeño no codificante es activado por ARN autocomplementario o de doble cadena (dsRNA) y funciona como la verdadera señal y determinante de especificidad del silenciamiento génico. El ARN pequeño dúplex primario se produce, respectivamente, mediante el procesamiento de ARN en horquilla o ARNds en microARN o ARNsi utilizando un Dicer específico [7]. Además, el ARN pequeño secundario generalmente necesita ser producido a través de la amplificación por ARN polimerasa dependiente de ARN (RdRP) para un silenciamiento génico eficiente. El ARN pequeño dúplex puede luego ser metilado por HEN1 para aumentar la estabilidad y se carga en las proteínas efectoras Argonaute (AGO) [8]. Los AGO degradan la hebra de paso del ARN pequeño dúplex, y la hebra guiada permanecerá para formar un complejo de silenciamiento inducido por ARN (RISC) [9]. Luego, RISC se dirige al ARN complementario mediante el emparejamiento de bases para mediar la degradación o la inhibición de la traducción en el silenciamiento génico posterior a la transcripción (PTGS) o inducir el silenciamiento génico de la transcripción (TGS).

Hay dos clases principales de ARN pequeño endógeno en plantas: microARN (miARN) y siARN [10]. Los miARN y los siARN se producen, respectivamente, a partir del procesamiento de ARN en horquilla o ARNds por un Dicer específico. miRNA, generalmente de 21 nt de longitud, es producido por Dicer-like 1 (DCL1) en Arabidopsis. Los miARN endógenos suelen mediar en el PTGS y desempeñan un papel esencial en todos los aspectos de los procesos de desarrollo de las plantas.

Además, los siRNA de 21, 22 y 24 nt son producidos, respectivamente, por DCL4, DCL2 o DCL3 en Arabidopsis y también regulan varios procesos biológicos. Mientras que los siRNA endógenos de 21 y 22 nt suelen mediar en PTGS, como el tasiRNA de 21 nt implicado en la morfogénesis de la hoja, los siRNA endógenos de 24 nt median principalmente en TGS a través de la metilación del ADN.

Tras la infección por patógenos, también se producen diferentes tamaños de siRNA derivados del ARN patógeno para inducir inmunidad antimicrobiana basada en ARNi para conferir resistencia al huésped [10,11]. La defensa antiviral basada en ARNi se descubrió por primera vez en plantas [12,13]. Luego se descubrió que desempeñaba un papel vital en la inmunidad antiviral en invertebrados [14] y mamíferos [15,16]. Sobre la base de los hallazgos en el silenciamiento transgénico y el silenciamiento génico endógeno, se caracterizó la función de las DCL, AGO y RDR (ARN polimerasas dependientes de ARN) en la inmunidad antiviral.

Ahora se reconoce que la inmunidad innata antiviral basada en ARNi se inducirá para prevenir la agresión de todo tipo de virus de ARN o ADN en casi todos los eucariotas (Figura 1). Por otro lado, muchos virus, especialmente los virus patógenos, evolucionan para codificar VSR para atacar diferentes pasos de la vía antiviral basada en ARNi (Figura 1). La prevalencia de VSR contribuye a las epidemias virales; también ciega nuestra apreciación de la inmunidad innata antiviral basada en ARNi. Además, VSR también nos impidió usar la detección genética clásica para identificar nuevos reguladores en la vía antiviral durante décadas hasta que recientemente se desarrolló un método genético eficiente para eludir la barrera [17,18].

Aquí, revisaremos la percepción del ARN viral y el inicio de la defensa antiviral basada en ARNi, producción y amplificación de ARNip viral (ARNip) y las funciones del efector de ARNi antiviral Argonautes, con énfasis en el progreso reciente en el campo, desafiando las preguntas existentes sobre la planta modelo Arabidopsis. También se resumieron algunos VSR de virus de plantas y sus funciones para una mejor comprensión de la carrera armamentista entre plantas hospedantes y virus. Lamentamos que algunos avances de investigación en el campo no estén incluidos.

2. Percepción del ARN viral e iniciación de la defensa antiviral basada en ARNi

Los virus son casi los organismos más pequeños de la Tierra, con una estructura clásica en la que el material genético, ARN o ADN, se empaqueta en una cubierta proteica. Los virus deben paralizarse en el huésped y propagarse utilizando los materiales y la energía del huésped. A diferencia de otros patógenos microbianos, los receptores de reconocimiento de patrones (PRR) no perciben virus en la membrana celular del huésped. Después de que el virus ingresa a la célula huésped, se producirán ARN virales de doble cadena durante la replicación viral a través de réplicas virales, las proteínas Dicer del huésped percibirán y dividirán los ARN virales de doble cadena para producir 21–24 nt de longitud de siRNA. Por lo tanto, la proteína Dicer puede considerarse como un PRR viral utilizado para iniciar la vía antiviral basada en ARNi.

Dicer pertenece a la familia similar a la RNaseIII y tiene una endonucleasa altamente conservada en eucariotas [19]. En Arabidopsis, hay cuatro proteínas tipo Dicer (DCL): DCL1, DCL2, DCL3 y DCL4. Todos contienen cinco dominios que son DExD-helicasa, helicasa-C, el dominio de función desconocida 283 (DUF283), dominio Piwi/Argonaute/Zwille (PAZ), dos dominios tándem RNase III y uno o dos dominios de unión a dsRNA ( dsRBDs) desde el N-terminal hasta el C-terminal [20] (Figura 2). DCL3 no tiene un dominio helicasa-C. En general, el dominio helicasa utiliza la hidrólisis de ATP para facilitar el desenrollado del dsRNA [19,21].

El dominio DUF283 se describió recientemente para facilitar el emparejamiento de bases ARN-ARN y la unión de ARN [22,23]. Los dominios PAZ y RNase III son vitales para la escisión del dsRNA, el dominio PAZ reconoce el extremo de los dominios dsRNA y RNase III y corta una de las cadenas de dsRNA, y la distancia entre el dominio PAZ y los dominios RNase III está determinada por la longitud de los productos [22,24]. El dominio dsRBD facilita la unión de dsRNA y también sirve como una señal de localización nuclear no clásica [23].

DCL1 participa principalmente en la ruta de biogénesis de los micro-ARN (miARN) de 21 nt, que desempeñan funciones esenciales en todos los aspectos del desarrollo de las plantas y las respuestas de las plantas a los estímulos ambientales [25]. DCL1, la proteína de unión a DsRNA 1 (DRB1) (también conocida como HYPONASTIC LEAVES 1, HYL1) y SERRATE (SE) forman cuerpos de corte nuclear para reconocer la estructura de horquilla de pri-miRNA y cortar secuencialmente pri-miRNA en miRNA precursor (pre -miRNA) y pre-miRNA para madurar miRNA [21,26]. Recientemente se informó que la separación de fases de SE impulsa el ensamblaje del cuerpo en cubitos y promueve el procesamiento de miARN por DCL1 en Arabidopsis [27]; SE-Associated Protein 1 también promueve la biogénesis de miRNA al modular el empalme, el procesamiento y la estabilidad de pri-miRNA [28].

Por lo tanto, los mutantes DCL1 con pérdida de función, letales embrionarios e incluso mutantes hipomórficos DCL1 también mostraron defectos de desarrollo pleiotrópicos debido a la biogénesis interrumpida de miARN [29]. DCL1 puede funcionar indirectamente en la inmunidad innata antiviral basada en ARNi al controlar la biogénesis de algunos miARN. Se informó que miR168 regula negativamente la acumulación de AGO1 en plantas [30], y miR482 o miR6019/miR6020, respectivamente, disminuye la resistencia antiviral de los genes R en tomates o tabaco [31,32]. DCL1 también podría promover la biogénesis de siRNA mediada por otros DCL [33, 34].

DCL2 es responsable de procesar moléculas exógenas de ARN de doble cadena (dsRNA) o siRNA antisentido naturales en 22-siRNA nt en Arabidopsis [35,36]. Sin embargo, DCL2 solo se subroga para iniciar la inmunidad innata antiviral basada en ARNi en Arabidopsis cuando se anula la función de DCL4 [37,38]. Curiosamente, estudios recientes demostraron que se pueden acumular ARNsi de 22 nt endógenos masivos cuando la vía de descomposición del ARN citoplasmático y la función de DCL4 son defectuosas; estos siRNA pueden desencadenar una represión traduccional global y específica de genes y conducir a trastornos del crecimiento pleiotrópico [39]. Sin embargo, existen múltiples ortólogos de DCL2 en otras plantas y pueden evolucionar para poseer funciones. Por ejemplo, un estudio demostró que DCL2b, un homólogo de DCL2 de cuatro en tomates, desempeñó un papel vital contra la infección por el virus del mosaico del tomate (ToMV) al producir ARNip de 22 nt en tomates [40].

DCL3 genera 24nt siRNAs para regular la metilación del ADN dependiente de ARN (RdDM) en el silenciamiento génico transcripcional (TGS) en Arabidopsis [41]. Recientemente, la estructura de pre-ARNip de DCL3-reveló que DCL3 usaba un bolsillo con carga positiva y una tapa aromática para, respectivamente, reconocer la 50 -adenosina fosforilada de la hebra guía y los 30 salientes de la hebra complementaria . Los dominios emparejados de RNase III de DCL3 cortan ambas cadenas de RNA, determinando la longitud precisa del RNA pequeño producto [42]. Los siRNA endógenos de 24 nt se producen principalmente a partir de heterocromatina o de la región rica en secuencia repetida por DCL3 para mantener el silenciamiento del transposón o la estabilidad del genoma; Los siRNA de 24 nt también reprimen la transcripción del transgén u otro ADN exógeno, como los virus de ADN [43–45]. Se informó que después de la infección del virus de ADN, se produjeron vsiRNA de 24 nt para modular la metilación del ADN y la modificación de histonas del ADN viral y para prevenir la infección viral [46,47].

DCL4 escinde el dsRNA endógeno largo para producir siRNA de 21 nt, como los siRNA que actúan en trans (ta-siRNA), que son cruciales para el desarrollo de las plantas [48–51]. El mutante dcl4 de Arabidopsis mostró un fenotipo de hojas en roseta alargadas y rizadas hacia abajo [51,52] y una mayor acumulación de antocianinas [53,54]. En la inmunidad innata antiviral basada en RNAi, DCL4 percibe y corta dsRNA viral largo para producir 21 nt siRNA para prevenir la infección viral, especialmente después de la infección del virus RNA en Arabidopsis y otras plantas [49].

Aunque cada DCL es responsable de la producción de distintos ARN pequeños, pueden funcionar de manera redundante o jerárquica en la inmunidad innata antiviral basada en ARNi. Por ejemplo, DCL4 fue considerado como un supresor endógeno para reprimir la producción de siRNA de 22 nt mediada por DCL2- [39,55]; sin embargo, DCL2 funciona de manera redundante en la inmunidad innata antiviral basada en ARNi, especialmente cuando la función de DCL4 está comprometida [56]. Por lo tanto, en ausencia de DCL2 y DCL4, los títulos de virus aumentarían drásticamente [18,57,58]. Además, el siRNA de 21 nt producido por DCL4 también podría facilitar la vía RdDM para defenderse contra la infección de virus de ADN [41]. DCL2 y DCL3 necesitan funcionar juntos en la defensa contra el viroide del tubérculo ahusado de la papa [59]. Además, DCL1 tiene el potencial de producir siRNA de 21 nt en ausencia de DCL2, DCL3 y DCL4 [55,57].

Las proteínas de unión a DsRNA (DRB) también son necesarias para la percepción adecuada y el corte en cubitos de los ARN virales por parte de las DCL [60]. El genoma de Arabidopsis codifica cinco proteínas DRB: DRB1/HYL1, DRB2, DRB3, DRB4 y DRB5 [61]. Contienen de uno a tres motivos de unión a dsRNA conservados (dsRBM), que constan de unos 70 aminoácidos, que forman - - - - pliegues y dos hélices para interactuar con dsRNA [62,63]. Los DRB interactúan con DCL específicos para ejecutar su función especial en la biogénesis del ARN pequeño y la defensa antiviral [60]. Por ejemplo, la interacción entre DRB1 (HYL1) y DCL1 es necesaria para la biogénesis de miARN y está involucrada en la selección de la carga de la hebra guía en RISC [64–66].

DRB4 interactúa con DCL4 para formar otro tipo de cuerpo de corte en dados para el procesamiento eficiente de siRNA. Se informó que la mutación DRB4 resultó en una defensa antiviral defectuosa contra la infección del virus del mosaico amarillo del nabo (TYMV) [67]. El mutante drb3 era hipersensible a la infección por el virus del enrollamiento de la hoja de col (CaLCuV) y el virus de la punta rizada de la remolacha (BCTV), y la metilación del genoma viral se redujo sustancialmente en drb3 [47]. DRB2 se caracterizó recientemente como un efector antiviral de amplio espectro; la sobreexpresión de DRB2 disminuyó la acumulación de varios virus de ARN diferentes, incluido el virus del cascabel del tabaco (TRV), el virus del enanismo arbustivo del tomate (TBSV), el virus X de la papa (PVX) y el virus de la hoja de abanico de la vid (GFLV) [68].

3. producción y amplificación de siRNA

Después de la percepción y corte en cubitos del dsRNA viral a través de DCL, se producirá vsiRNA primario. Sin embargo, se debe producir vsiRNA secundario adecuado a través de la amplificación para una defensa antiviral eficiente. Las proteínas de polimerasa de ARN dependientes de ARN del huésped (RdRP) son factores centrales para la amplificación secundaria de vsiRNA en plantas y Caenorhabditis elegante. Generan exponencialmente dsRNA viral, que sirve como sustrato de DCL para la biogénesis de vsiRNA, probablemente utilizando RNA viral truncado como molde [18,69,70].

Hay seis proteínas RdRP en Arabidopsis (RDR1 a RDR6). RDR1, RDR2 y RDR6 comparten el motivo DLDGD catalítico canónico C-terminal de los RDR eucariotas y tienen ortólogos en muchas especies de plantas, mientras que RDR3, RDR4 y RDR5 comparten un motivo de aminoácidos DFDGD atípico en el dominio catalítico [71]. Está bien demostrado que RDR1, RDR2 y RDR6 controlan la inmunidad innata antiviral basada en ARNi en Arabidopsis, aunque no se identifica la función de RDR3, RDR4 y RDR5 repetidos en tándem en el genoma de Arabidopsis.

RDR1 puede ser inducido por la infección del virus [72], el viroide [73] o el tratamiento con ácido salicílico [74]. Se encontró que amplifica 21 nt o 22 nt siRNA en la inmunidad innata antiviral basada en RNAi, especialmente tras la infección de virus de RNA. RDR1 no regula ni la biogénesis del siRNA endógeno ni el desarrollo de las plantas. Sin embargo, se descubrió que RDR1 mediaba en la producción de siRNA endógeno activado por virus (siRNA), una nueva clase de siRNA del huésped que puede contribuir a la defensa antiviral en las plantas [72].

RDR6 se expresa constitutivamente en varios tejidos en Arabidopsis. RDR6 no solo promueve la inmunidad innata antiviral basada en ARNi al mediar la biogénesis de vsiRNA, especialmente después de la infección de virus de ARN, sino que también controla el desarrollo de la planta al mediar en la biogénesis de siRNA endógeno, como los siRNA [75,76]. RDR6 generalmente forma cuerpos de siRNA con un supresor de silenciamiento génico 3 (SGS3) para funcionar de manera cooperativa en los procesos [77–80]. Por lo tanto, el mutante rdr6 y el mutante sgs3 muestran los mismos defectos en la defensa y el desarrollo antiviral [78,81–83]. Curiosamente, RDR6 y miR472 también pueden regular negativamente la inmunidad activada por PAMP (PTI) y la inmunidad activada por efectores (ETI) a través del control postranscripcional de los genes de resistencia a enfermedades [84] y contribuir a la formación de roturas de doble cadena en la meiosis en otras plantas [75]. Además, el arroz (Oryza sativa) RDR6 juega un papel antiviral en la defensa contra el virus de la raya del arroz (RSV) [85].

RDR2 se asocia principalmente con Pol IV para formar un complejo para transcribir precursores de dsRNA cortos, que DCL3 escinde para producir siRNA de 24 nt para dirigir la metilación del ADN [86–89], aunque RDR2 también podría generar 23 a ARN pequeños de 27 nt de genes MIR para mediar en la metilación del ADN [90]. Se informó que RDR2, Pol IV y DCL3, componentes centrales en la vía RdDM, mediaron la producción de vsiRNA de 24 nt y desempeñaron un papel importante contra la infección de virus de ADN, como los geminivirus [44,45]. Curiosamente, el siRNA de 21 nt amplificado a través de RDR1 y RDR6 también podría facilitar la vía de RdDM y contribuir a la defensa de las plantas contra los virus de ADN [91,92].

Recientemente también se descubrieron varios factores nuevos involucrados en la amplificación de vsiRNA secundario. Antiviral RNAi-defectivo 1 (AVI1)/aminofosfolípido transportador de ATPasa 2 (ALA2), ALA1 y AVI2 se identificaron a través de una pantalla genética directa sólida utilizando un mutante del virus del mosaico del pepino (CMV) en el que los codones de inicio de VSR-2b estaban mutados [17,93–95].

En el mutante ala1/ala2 o avi2, la producción de vsiRNA secundarios se redujo drásticamente. ALA1/ALA2 contienen la estructura ATPasa tipo P4- típica (Figura 2) y pueden transportar fosfolípidos específicos a través de las membranas celulares de las plantas. ALA1 y ALA2 podrían cooperar con RDR1 y RDR6 para promover la biogénesis secundaria de vsiRNA, probablemente definiendo la localización celular de su sustrato fosfolípido [17,94]. AVI2 también se nombró como un nuevo factor potenciador de rdr6 3 (ENOR3) ya que también se identificó a través de una pantalla genética de fondo rdr6 utilizando otro mutante de CMV en el que se eliminó el gen 2b [96]. AVI2, un supuesto transportador de magnesio en Arabidopsis, también promovió RDR1 y RDR6 dependientes de la biogénesis de siRNA secundario [93]. Curiosamente, recientemente se descubrió que el activador de transcripción de unión a calmodulina-3 (CAMTA3) activa la nucleasa bifuncional-2 (BN2) para estabilizar AGO1/2 y DICER-LIKE1 y para activar RDR6 para la amplificación de vsiRNA [97 ].

Los RDR y los nuevos factores como ALA1/2 y AVI2 están ampliamente conservados en plantas y gusanos para garantizar una biogénesis suficiente de vsiRNA para una inmunidad innata antiviral eficiente basada en RNAi. Sin embargo, los RDR están ausentes en Drosophila, ratones y humanos, en los que recientemente se descubrió un mecanismo diferente para la amplificación del siRNA a través del ADN circular extracromosómico [21]. Queda por investigar si el nuevo mecanismo también existe en plantas o gusanos.

4. función antiviral de argonautas efector RNAi

El siRNA debe cargarse en los efectores AGO para formar RISC, luego se dirige a los genomas virales complementarios a PTGS o TGS en la inmunidad innata antiviral basada en RNAi. Los AGO efectores se conservan evolutivamente y están generalizados en eucariotas, aunque están ausentes en procariotas [98]. Se demostró que regulan una variedad de progresos biológicos en el desarrollo de las plantas y la respuesta de las plantas a los estímulos ambientales [98–103], además de sus funciones en la defensa antiviral. Los estudios cristalográficos mostraron que los AGO eucariotas canónicos contienen cinco dominios denominados dominio N-terminal (N), dominio PIWI-ARGONAUTE-ZWILLE (PAZ), dominio medio (MID), dominio PIWI y dominio de función desconocida 1785 (DUF1785) [ 104,105] (Figura 2).

El dominio N puede bloquear el emparejamiento guía-objetivo más allá de la posición 16, el dominio PAZ reconoce los 30 extremos del ARNs, el dominio MID ancla los 50 fosfatos del ARNs, el dominio PIWI posee actividad de ribonucleasa para cortar el ARN objetivo [106-108] y Recientemente se demostró que la función de los dominios DUF1785 altera los dúplex de siRNA y miRNA perfectamente emparejados [109]. Juntos, todos los dominios facilitan la combinación correcta entre el sRNA y el RNA objetivo para garantizar un silenciamiento adecuado.

Diez AGO están codificados en Arabidopsis [110–113]. AGO1 y AGO2 son los principales componentes de la inmunidad antiviral mediada por ARNi contra los virus de ARN [100]. AGO1 también funciona como un efector de miRNA para regular todos los aspectos del desarrollo de la planta mediante la modulación de la expresión de genes endógenos [114-122]. Por lo tanto, los mutantes knockout ago1 son letales. Por lo tanto, la función de AGO1 en la inmunidad innata antiviral basada en ARNi solo se examinó utilizando mutantes de AGO1 hipomórficos, como ago1-27, que todavía presentaban defectos de desarrollo graves [123]. A diferencia de AGO1, AGO2 no participa en la regulación del desarrollo de las plantas, y el mutante ago2 no presenta defectos en el crecimiento y desarrollo; AGO2 puede regular únicamente la defensa de las plantas en Arabidopsis. Se informó que AGO2 prefiere unirse a vsiRNA con 50 terminales A y AGO1 prefiere a U [124]. Se requiere AGO2 para la resistencia a un amplio espectro de virus de plantas [56,125–128].

También se informó que la actividad catalítica de AGO2 era necesaria para la actividad antiviral local y sistémica [125,127], mientras que el mutante ago1 con actividad catalítica intacta era susceptible a la infección viral [123]. AGO2 también participa en la resistencia contra la bacteria fitopatógena Pseudomonas syringae [129], y AGO2 se une a miR393b* y silencia a MEMB12 para modular la exocitosis de las proteínas PR antimicrobianas y aumentar la actividad antiviral [129]. Por lo tanto, AGO1 y AGO2 pueden desempeñar funciones distintas en la defensa antiviral de las plantas.

AGO4, AGO6 y AGO9 son los principales efectores que funcionan en la vía RdDM en Arabidopsis. Se demostró que AGO4, AGO6 y AGO9 se unen a pequeños ARN de interferencia heterocromáticos de 24 nt (het-siRNA) y contribuyen a la vía RdDM [130,131]. Se informó que AGO4 combatía principalmente la agresión de los virus de ADN a través de la modulación de RdDM, ya que se informó que los mutantes de ago4 eran susceptibles a la infección de BCTV debido a la hipermetilación disminuida en el genoma de BCTV [47]. Sorprendentemente, los mutantes ago4 son susceptibles a varios virus de ARN, como el virus de la arruga del nabo (TCV), el virus del mosaico del bambú (BaMV) y el virus del mosaico de Plantago asiatica (PlAMV) [132–135] a través de un mecanismo independiente de la vía RdDM [135 ].

En cuanto a otros efectores de AGO, AGO5 junto con AGO2 participan en la reducción de la infección sistémica por el virus X de la papa (PVX), mientras que AGO5 solo juega un papel secundario cuando se supera a AGO2 en las hojas inicialmente infectadas [136]. Se descubrió que AGO7 (también conocido como ZIP) era un factor crucial durante la infección por TCV mediante el método de análisis de enfermedades basado en imágenes [132]. AGO7 también puede unirse con miR390 y mediar en la biogénesis del siRNA endógeno [137]. AGO10 coopera con AGO1 y tiene un papel redundante en la protección de los tejidos de la inflorescencia de la infección del virus del mosaico del nabo (TuMV) [125], además de su función en la regulación del desarrollo del meristemo apical de los brotes al unirse a miR165/166 [138].

Curiosamente, se encontraron más de 10 ortólogos AGO en algunos cultivos importantes como el arroz y el tomate, con 19 ortólogos en arroz y 15 en tomate. Pueden evolucionar para tener funciones diferenciales en la defensa y el desarrollo antiviral. Por ejemplo, cuando se infecta con el antivirus de la raya del arroz (RSV), la proteína de la cubierta (CP) del RSV desencadena la acumulación de JA y regula al alza el factor de transcripción JAMYB que responde a JA para unirse directamente al promotor AGO18 para activar la transcripción de AGO18 [139]. AGO18 se unirá y secuestrará miR168, lo que aumenta la acumulación de AGO1 para el proceso antiviral [140]. Por otro lado, AGO18 se une preferentemente a miR528 para regular al alza la acumulación de ROS y resistir la infección por virus [141]. Nuestros datos no publicados también muestran que algunos ortólogos de AGO en tomates poseen funciones diferenciales en comparación con Arabidopsis.

5. Supresores virales de RNAi

En la carrera armamentista de defensa y contradefensa entre las plantas huésped y los virus, los virus desarrollan proteínas VSR para inhibir la inmunidad innata antiviral basada en ARNi. Los VSR se dirigen a diferentes pasos de la vía antiviral basada en ARNi para contrarrestar la inmunidad antiviral conservada (Tabla 1) [142,143].

Una contrarrestación muy común de los VSR es impedir la amplificación del siRNA. Por ejemplo, 2b de CMV, C1 del virus chino del enrollamiento de la hoja amarilla del tomate (TYLCCNV) y P6 del virus del enanismo amarillo del arroz (RYSV) interfieren con la biogénesis dependiente de RDR1/6-del siRNA secundario [155,180,185]. El V2 del geminivirus del enrollamiento de la hoja amarilla del tomate (TYLCV), el P2 del RSV y el P4 del virus del mosaico estriado del arroz (RMSV) interactúan con el SGS3 para inhibir la biogénesis del siRNA secundario [181,182,189]. También se descubrió que la proteína Geminivirus V2 interrumpe la interacción calmodulina-CAMTA3, lo que disminuye la expresión de RDR6 para reducir la biogénesis de vsiRNA [97].

Se encontró que algunos VSR obstruyen la percepción o el corte en cubitos del dsRNA viral. Por ejemplo, CP de TCV podría inhibir la actividad de corte en dados de DCL4 [55], y P6 del virus del mosaico de la coliflor (CaMV) interactúa con DRB4 para bloquear la unión de dsRNA [154]. Algunos VSR, como los NS del virus del marchitamiento del tomate (TSWV) y el Hc-Pro del virus Y de la papa (PVY), también se unen al dsRNA viral largo, lo que podría bloquear la detección o el procesamiento de los RNA virales por parte de los DCL. Algunos otros VSR podrían apuntar directamente a vsiRNA para inhibir la inmunidad innata antiviral basada en RNAi. Por ejemplo, P19, el bien conocido VSR de tombusvirus, se une y secuestra vsiRNA, mientras que la RNasa III del crinivirus del acrobacia clorótica de la batata (SPCSV) se une y media la degradación del siRNA, y HC-Pro del virus del mosaico amarillo del calabacín (ZYMV) disminuye el siRNA. estabilidad al alterar la metilación del siRNA por HEN1. Perturbar la función antiviral de los AGO efectores es otra estrategia utilizada por algunos VSR. Por ejemplo, P0 del virus del enrollamiento de la hoja de la papa (PLRV) puede mediar en la degradación de AGO1, y 2b de CMV puede interferir con AGO1 y AGO4 y alterar sus funciones.

Sorprendentemente, a diferencia de los VSR anteriores que contrarrestan la inmunidad innata antiviral basada en ARNi, se encontraron otros mecanismos para antagonizar las respuestas antivirales de algunos VSR. Recientemente, un estudio demostró que VSR p19 puede interactuar con la quinasa tipo receptor (RLK) BARELY ANY MERISTEM 1 (BAM1) y BAM2 para inhibir el movimiento de célula a célula del silenciamiento del ARN [193,194]. El VSR C4 del virus Guangdong del enrollamiento de la hoja del tomate (ToLCGdV) también puede interactuar con BAM1 para suprimir el PTGS y revertir el TGS mediado por metilación [195]. Además, la evidencia acumulada indica interacciones planta-virus moduladas por autofagia [196,197]. Se informó que el receptor de carga VECINO DE BRCA1 (NBR1) podría apuntar a HC-Pro para suprimir la acumulación viral de TuMV [198]. Sin embargo, B, el VSR del virus del mosaico estriado de la cebada (BSMV), apuntó a la AUTOFAGIA PROTEÍNA 7 (ATG7) para interrumpir la interacción ATG7-ATG8 y promover la infección viral [199].

Ahora sabemos que casi todos los virus de plantas, especialmente los virus de plantas patógenos, poseen uno o más VSR. La existencia de VSR contribuye a la agresión exitosa de virus y epidemias virales; también dificultan seriamente nuestra apreciación de la inmunidad innata antiviral indispensable en las plantas y otros eucariotas.

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