Abstracto:La sarcopenia, que ocurre durante el envejecimiento, se caracteriza por la pérdida gradual de la masa y la función del músculo esquelético, lo que resulta en una disminución funcional de las capacidades físicas. Varios factores contribuyen a la aparición de la sarcopenia, incluida la reducción de la capacidad regenerativa, la inflamación crónica de bajo grado, la disfunción mitocondrial y el aumento del estrés oxidativo, lo que lleva a la activación de las vías catabólicas. La actividad física y la ingesta adecuada de proteínas se consideran estrategias eficaces capaces de reducir la incidencia y la gravedad de la sarcopenia al ejercer efectos beneficiosos en la mejora de la respuesta anabólica muscular durante el envejecimiento. La taurina es un aminoácido no esencial que se encuentra altamente expresado en los tejidos de los mamíferos y, en particular, en el músculo esquelético donde interviene en la regulación de procesos biológicos y donde actúa como factor antioxidante y antiinflamatorio. Aquí, evaluamos si la administración de taurina en ratones viejos contrarresta los efectos fisiopatológicos del envejecimiento en el músculo esquelético. Mostramos que, en los músculos lesionados, la taurina mejora el proceso regenerativo al regular a la baja la respuesta inflamatoria y preservar la integridad de la fibra muscular. Además, la taurina atenúa la producción de ROS en los músculos envejecidos al mantener un equilibrio redox celular adecuado, actuando como una molécula antioxidante. Aunque se necesitan más estudios para dilucidar mejor los mecanismos moleculares responsables del efecto beneficioso de la taurina sobre la homeostasis del músculo esquelético, estos datos demuestran que la administración de taurina mejora el microambiente permitiendo un proceso regenerativo eficiente y la atenuación de las vías catabólicas relacionadas con la aparición de la sarcopenia.

El glucósido de cistanche también puede aumentar la actividad de SOD en los tejidos del corazón y el hígado, y reducir significativamente el contenido de lipofuscina y MDA en cada tejido, eliminando de manera efectiva varios radicales de oxígeno reactivos (OH-, H₂O₂, etc.) y protegiendo contra el daño causado en el ADN. por radicales OH. Los glucósidos de feniletanoide de Cistanche tienen una fuerte capacidad de eliminación de radicales libres, una mayor capacidad reductora que la vitamina C, mejoran la actividad de SOD en la suspensión de esperma, reducen el contenido de MDA y tienen un cierto efecto protector sobre la función de la membrana del esperma. Los polisacáridos de cistanche pueden mejorar la actividad de SOD y GSH-Px en eritrocitos y tejidos pulmonares de ratones experimentalmente senescentes causados ​​por D-galactosa, así como reducir el contenido de MDA y colágeno en pulmón y plasma, y ​​aumentar el contenido de elastina, han un buen efecto de eliminación de DPPH, prolonga el tiempo de hipoxia en ratones senescentes, mejora la actividad de SOD en suero y retrasa la degeneración fisiológica del pulmón en ratones experimentalmente senescentes Con degeneración morfológica celular, los experimentos han demostrado que Cistanche tiene una buena capacidad antioxidante y tiene el potencial de ser un fármaco para prevenir y tratar las enfermedades del envejecimiento de la piel. Al mismo tiempo, el echinacósido en Cistanche tiene una capacidad significativa para eliminar los radicales libres DPPH y tiene la capacidad de eliminar las especies reactivas de oxígeno y prevenir la degradación del colágeno inducida por los radicales libres, y también tiene un buen efecto de reparación en el daño del anión de radicales libres de timina.

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1. Introducción

El envejecimiento se caracteriza por el deterioro gradual de las principales funciones fisiológicas y bioquímicas de los órganos y tejidos, y a menudo se asocia con una pérdida progresiva de la masa y la fuerza del músculo esquelético, condición conocida como sarcopenia [1]. Los mecanismos responsables de la sarcopenia no se conocen por completo; sin embargo, es probable que sea el resultado de eventos multifactoriales que incluyen una capacidad regenerativa comprometida [2,3], inflamación crónica [4,5], mayores niveles de estrés oxidativo [5,6] y disfunciones mitocondriales [7].

La regeneración muscular es un proceso coordinado en el que las células satélite, el compartimento de células madre del músculo esquelético, se activan para mantener y preservar la estructura y función del tejido tras el daño [8].

La primera fase del proceso regenerativo se caracteriza por la necrosis de las miofibras debido a la entrada de calcio extracelular que conduce a la proteólisis de las miofibrillas [9,10]. Este evento da como resultado la activación de una respuesta inflamatoria específica que conduce a la invasión secuencial del músculo por diferentes poblaciones de células inflamatorias [11]. La respuesta inflamatoria va seguida de la activación de células satélite y de la formación de fibras regeneradoras, que se distinguen morfológicamente por los núcleos centralizados característicos [12,13]. Sin embargo, un programa regenerativo eficiente podría verse gravemente afectado en caso de envejecimiento o condiciones patológicas, y la formación de tejido fibrótico extendido puede contribuir al deterioro funcional [14,15]. Además, los cambios en las citocinas inflamatorias, los factores de crecimiento y las señales metabólicas en el entorno del músculo esquelético envejecido pueden afectar la proliferación y/o activación de las células satélite tras la lesión de las miofibras [16]. Se sabe, de hecho, que el envejecimiento está asociado con un estado inflamatorio de bajo grado, condición conocida como "inflammaging", caracterizada por niveles plasmáticos ligeramente aumentados de mediadores proinflamatorios, como el factor de necrosis tumoral (TNF) y la interleucina 6 ( IL-6), y la consiguiente activación de la vía NF-κB [13]. Curiosamente, se encontró que las concentraciones de proteína NF-κB eran cuatro veces más altas en los músculos humanos de edad avanzada en comparación con las de los jóvenes; este aumento de la concentración se acompaña de deficiencias en la señalización anabólica que provocan el desgaste del músculo envejecido [17].

El aumento de los niveles de inflamación está estrechamente relacionado con el daño oxidativo, y ambos están implicados en la reducción de la masa y la fuerza muscular relacionada con la edad. El estrés oxidativo se caracteriza por altos niveles de especies reactivas de oxígeno (ROS) y/o especies reactivas de nitrógeno (RNS). Puede ser causado por una capacidad antioxidante disminuida debido a una actividad enzimática antioxidante alterada y/o por una mayor producción de ROS [18]. Además, los niveles elevados de ROS y RNS también pueden resultar como consecuencia de la disfunción mitocondrial causada por mutaciones, deleciones y daños en el ADN mitocondrial relacionados con la edad [19-21]. Las ROS parecen funcionar como segundos mensajeros del TNF- en el músculo esquelético, activando el NF-κB directa o indirectamente [14].

En el músculo esquelético, el coactivador transcripcional del receptor gamma activado por el proliferador de peroxisomas-1 (PGC-1) es una de las moléculas más importantes involucradas en la estimulación de la biogénesis mitocondrial, la regulación de la homeostasis oxidante-antioxidante celular. , la supresión de la inflamación crónica y el catabolismo muscular [22]. PGC-1 interactúa con receptores nucleares y factores de transcripción para activar la transcripción de sus genes diana, y su actividad responde a múltiples estímulos, incluidos iones de calcio, ROS, insulina, hormonas tiroideas y estrógenos, hipoxia, demanda de ATP y citocinas [ 23]. En particular, la regulación de PGC-1 de la biogénesis mitocondrial implica su interacción con varios factores de transcripción nuclear, incluidos los miembros de la familia PPAR, el factor respiratorio nuclear (NRF)-1 y NRF-2, factor potenciador de miocitos{ {10}} (MEF2) y proteína de caja de cabeza de horquilla O (FOXO) 1 [24,25]. La activación de PGC-1 de NRF-1, 2 promueve la expresión de numerosas proteínas mitocondriales codificadas en el núcleo, lo que estimula directamente la replicación y transcripción del ADN mitocondrial [23,26,27]. Además, PGC-1 , en cooperación con el factor de transcripción MEF2C, también puede influir en los perfiles fenotípicos de miofibras que favorecen el cambio de MHC rápido hacia MHC lento más resistente durante el envejecimiento [28,29].

En la última década, se han propuesto varias estrategias, como la actividad física y la nutrición, para atenuar potencialmente el deterioro del músculo esquelético durante el envejecimiento. De hecho, se ha informado que el ejercicio físico atenúa la sarcopenia y previene la acumulación de grasa corporal y la inflamación [30–32]. Además, las intervenciones dietéticas dirigidas a la ingesta de proteínas o antioxidantes pueden tener un efecto positivo en el aumento de la masa muscular y la fuerza [33]. Se sabe que la pérdida de masa y función muscular que se produce en los ancianos implica una disminución de la ingesta de alimentos, lo que se traduce en una atenuación de la síntesis de proteínas musculares en comparación con las personas más jóvenes [34]. En consecuencia, la nutrición, en particular la suplementación con aminoácidos, puede representar un enfoque importante para mejorar la respuesta anabólica del músculo durante el envejecimiento [35–39].

La taurina es un aminoácido semiesencial derivado de la cisteína altamente expresado en tejidos de mamíferos. En el músculo esquelético, donde sus niveles disminuyen con el envejecimiento, juega un papel importante como molécula antioxidante y antiinflamatoria [40,41]. Dado que el músculo esquelético empobrecido en taurina exhibe varias anomalías en su morfología y función, que se asemejan a las que ocurren durante el envejecimiento [42], la suplementación con taurina puede representar una estrategia prometedora para contrarrestar los efectos negativos del envejecimiento en el músculo esquelético.

Aquí, demostramos que la administración intraperitoneal de taurina contrarresta el impacto asociado con el envejecimiento de la regeneración del músculo esquelético al reducir la inflamación. Además, nuestros resultados respaldan el papel de la taurina como molécula antioxidante capaz de mejorar el microambiente muscular, contrarrestando los procesos degenerativos y favoreciendo la homeostasis tisular durante el envejecimiento.

2. Materiales y métodos

2.1. Animales y Tratamientos

Se alojaron ratones C57BL6J machos jóvenes (8 a 10 semanas) y mayores (18 a 20 meses) en una instalación con un ciclo de luz/oscuridad de 12 h a temperatura y humedad constantes. A los ratones se les permitió comer y beber ad libitum. Los ratones fueron tratados de acuerdo con las directrices del Comité de Ética de la Universidad Católica del Sagrado Corazón de Roma (Autorización No. 150/2017-PR Ministerio de Salud de Italia) en cumplimiento de las normas nacionales sobre la protección de los animales utilizados con fines científicos (decreto italiano n.º 26 de 4 de marzo de 2014, por el que se reconoce la Directiva europea 2010/63/UE). La taurina se preparó en una solución salina y se administró mediante inyecciones intraperitoneales a dosis de 100 mg/kg/día durante cinco semanas consecutivas [43–45] (Esquema 1). Esta dosis se eligió en base a los datos publicados que muestran efectos antioxidantes en modelos de ratón in vivo [46,47]. Los ratones de control recibieron solo solución salina. Antes de la inducción del daño por TA con inyecciones de cardiotoxina (CTX), los animales fueron anestesiados mediante una inyección intraperitoneal de una mezcla de ketamina 70 mg/kg y medetomidina 1 mg/kg, diluida en una solución fisiológica. Se realizó una lesión en el músculo tibial anterior (TA) del lado izquierdo de los ratones de control y tratados con taurina a lo largo de toda la longitud del músculo con cuatro inyecciones de CTX (5 µL de CTX 10 µM por sitio) [48,49]. El TA del lado derecho se utilizó como contraparte de control. Los animales fueron sacrificados mediante dislocación cervical después de la anestesia como se describe anteriormente. Para los análisis histológicos, los músculos TA se incluyeron en el compuesto OCT (Miles, Elkhart, IN, EE. UU.) y se congelaron inmediatamente en isopentano a -80 grados.

2.2. Análisis Histológico e Histoquímico

Los músculos TA de los ratones viejos se seccionaron con un espesor de 10 µm mediante un criostato Leica. Para el análisis histológico, las secciones se tiñeron con hematoxilina y eosina (H&E) utilizando métodos estándar [50]. La tinción con esterasa se realizó utilizando un kit de tinción con esterasa no específica (Bio-Optica, Milán, Italia) siguiendo las instrucciones del fabricante.

2.3. Análisis morfométrico

Se realizaron tinciones con hematoxilina y eosina y esterasa en secciones de las muestras de TA. Para la evaluación morfométrica del tamaño de las fibras, el análisis se realizó en 4 campos elegidos al azar de imágenes de gran aumento de secciones transversales del músculo completo para cada condición. El número de animales examinados fue de 3 a 4 para cada tratamiento. Las microfotografías de las fibras se analizaron con el software ImageJ, Scion Image (versión beta 4.0.2; Scion Corporation, Frederick, MD, EE. UU., consultado el 2 de mayo de 2022) para evaluar el área de la sección transversal de las fibras. . Las fibras en regeneración se destacaron por la presencia de núcleos centrales.

2.4. Análisis de inmunofluorescencia

Las secciones congeladas se fijaron en paraformaldehído al 4 % durante 10 min a temperatura ambiente, se lavaron con PBS y se permeabilizaron con una solución que contenía albúmina de suero bovino (BSA) al 1 % (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EE. UU. , n.° A9418), Triton-X al 0,2 % en solución salina tamponada con fosfato (PBS) durante 30 min a temperatura ambiente y bloqueado con suero de burro al 10 % (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EE. UU., n.° D9663) durante 1 h a temperatura ambiente. Los cortes se incubaron durante la noche a 4 ◦C con anticuerpos primarios a la dilución adecuada. Se utilizaron los siguientes anticuerpos: lento MHC (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EE. UU., #M8421, 1:500) y 4-HNE (Alpha Diagnostics International, San Antonio, TX, #HNE{{20 }}S, 1:500). Después de lavar tres veces en PBS, las secciones se incubaron durante 60 min a temperatura ambiente con anticuerpos secundarios específicos. En particular, se utilizaron los siguientes: AlexaFluor594-anti-ratón conjugado 1:1000 (Molecular Probes, Eugene, OR, EE. UU., #A21203) y AlexaFluor488-anti-conejo conjugado 1:1000 (Molecular Probes, Eugene, OR, EE. UU., n.º A21206) en PBS que contenía suero de burro al 1,5 %. Las secciones se montaron con ProLong™ Gold Antifade Mountant with DAPI (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA, #P36935) y se examinaron con un Leica SP5 Laser confocal. La cuantificación de los cambios en la señal de 4-HNE en los grupos experimentales se realizó mediante análisis densitométricos. Después de la sustracción de fondo, las señales asociadas a la fibra 4-HNE se cuantificaron delineando manualmente las fibras individuales y midiendo la intensidad de fluorescencia asociada a la fibra con el software ImageJ. La relación F/A define la fluorescencia media de las fibras individuales (F) normalizada al área transversal total de la fibra (A). La cuantificación se realizó en 50 fibras por grupo (n=3 ratones por grupo).

2.5. Extracción de proteínas y análisis de transferencia Western

Los músculos TA obtenidos de los ratones se diseccionaron, trituraron y homogeneizaron con tampón de lisis (Cell Signaling Technology, Danvers, MA, EE. MA, EE. UU., n.º 8553) y un cóctel completo de inhibidores de proteasa (Cell Signaling Technology, Danvers, MA, EE. UU., n.º 5872). Se utilizaron el Bradford Protein Assay (Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, EE. UU.) y Varioskan™ LUX controlados por Thermo Scientific™ SkanIt™, para lectores de microplacas (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, EE. UU., Software versión 4.1) para determinar una cantidad igual de proteínas de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Las proteínas se separaron mediante SDS/PAGE (geles de proteína prefabricados Mini-PROTEAN® TGX™ o geles de PAGE prefabricados sin manchas Mini-PROTEAN TGX; Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, EE. UU.) y se transfirieron a una membrana de nitrocelulosa ( Mini paquetes de transferencia de nitrocelulosa Trans-Blot® Turbo™ n.º 1704158; Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, EE. UU.). La unión no específica se bloqueó en solución salina tamponada con Tris (TBS) (Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, EE. , Hercules, CA, USA #1706404) durante 1 h a temperatura ambiente. Los anticuerpos primarios utilizados fueron: anti-SOD monoclonal de ratón-1 (1:500, Santa Cruz Biotechnology Dallas, Texas 75220 USA, sc-17767); anti-fosfo-mTOR monoclonal de conejo (1:1000, #2971, Cell Signaling Technology, Danvers, MA, EE. UU.); anti-mTOR monoclonal de conejo (1:1000, #2972, Cell Signaling Technology, Danvers, MA, EE. UU.); anti-MHC lento monoclonal de ratón (1:500, Sigma-Aldrich, #M8421); anti-miosina monoclonal de ratón (Skeletal, Fast) (1:500, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EE. UU., #M4276); anti-fosfo-NF-κB p65 monoclonal de conejo (Ser468) (1:1000, #3039, Cell Signaling Technology, Danvers, MA, EE. UU.); anti-NF-κB p65 monoclonal de conejo (1:250, #3034, Cell Signaling Technology, Danvers, MA, EE. UU.); anti-G6PD monoclonal de ratón (1:300, Santa Cruz Biotechnology Dallas, Texas 75220 USA, sc-373887), y anti-GP91[phox] monoclonal de ratón. A continuación, las transferencias se incubaron con los siguientes anticuerpos secundarios de Bio-Rad Laboratories: IgG anti-conejo de cabra (1:3000, conjugado HRP, Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, EE. UU., n.º 1706515) y anti-ratón de cabra. IgG (1:3000, conjugado de HRP, Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, EE. UU., n.º 1706516) durante 1 h a temperatura ambiente. Las señales fueron capturadas por el sistema de imágenes ChemiDoc™ (Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, EE. UU.) utilizando un sistema de quimioluminiscencia mejorado (sustrato quimioluminiscente SuperSignal, Thermo Fisher Scientific Inc. Waltham, MA, EE. UU.). Los análisis densitométricos se realizaron utilizando Image Lab™ Touch, Software versión 5.2.1 (Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, EE. UU.).

2.6. Análisis PCR en tiempo real

Los músculos TA obtenidos de los ratones se diseccionaron y la extracción de ARN total se realizó con un lisador de tejidos (QIAGEN) en TriReagent (Invitrogen, Carlsbad, CA, EE. UU.) de acuerdo con el protocolo del fabricante. El ADNc de doble cadena se sintetizó con el kit de transcripción inversa QuantiTect (QIAGEN Srl, Milán, Italia). Los análisis de ARN mensajero se realizaron en un ABI PRISM 7500 SDS (Applied Biosystems, Waltham, MA, EE. UU.) usando ensayos TaqMan específicos (Applied Biosystems, Waltham, MA, EE. UU.). En concreto, se utilizaron los siguientes ensayos: GPX1: mm_00656767_g1; MEF2C: mm_00600423_m1; PGC1- : mm_01280835_m1; SOD1: mm_01344233_m1; y CAT: mm_00437992_m1. La cuantificación relativa se realizó utilizando el control endógeno Hprt1 (Applied Biosystems, Waltham, MA, EE. UU.). La PCR en tiempo real se realizó utilizando preparaciones de ARN de tres a cinco animales diferentes para cada grupo, como se especifica en las Figuras. La expresión relativa se calculó mediante el método 2−∆∆Ct.

2.7. Análisis estadístico

Se realizaron comparaciones estadísticas múltiples entre grupos mediante ANOVA de una vía. Cuando se indica en las leyendas, se utilizó la prueba de suma de rangos de Mann-Whitney o la prueba t de Student no pareada. Cada barra representa la media ± SEM (error estándar de la media).

3. Resultados

3.1. La administración de taurina contrarresta el impacto de la regeneración del músculo esquelético asociado con el envejecimiento

Para investigar el efecto de la administración de taurina en la regeneración del músculo esquelético, inducimos daño usando inyecciones de CTX en los músculos TA del control (vehículo) y ratones viejos tratados con taurina. Los análisis morfológicos y morfométricos revelaron que, en ausencia de lesión (Figura 1A, B: paneles a, b y Figura 1C), las fibras musculares de los ratones tratados con taurina mostraron un área transversal ligeramente mayor en comparación con los controles. Dado que la homeostasis de las proteínas en el músculo esquelético se basa en un equilibrio entre la síntesis de proteínas y la degradación de proteínas, analizamos los niveles de fosfo-mTOR, como el principal regulador de la síntesis de proteínas, y Atrogin-1, como uno de los principales reguladores. involucrado en el catabolismo de proteínas a través del sistema ubiquitina-proteasoma [40]. Nuestros resultados mostraron que los niveles de fosfo-mTOR aumentaron significativamente en los extractos musculares de los ratones tratados con taurina, mientras que en esta condición no se reveló una modulación significativa de Atrogin-1 (FBXO32) (Figura 1D-F). Estos datos demuestran la implicación de la vía dependiente de mTOR en el efecto de la taurina sobre el aumento observado en la CSA de la fibra muscular esquelética. Además, después de 1 semana de daño muscular, la sección transversal de las fibras en los ratones tratados con vehículo (CTX) reveló degeneración con inflamación aguda concomitante y necrosis, así como la presencia de pequeñas fibras en regeneración, identificadas por núcleos centrales ( Figura 1G, H: panel c). Por otro lado, aparecieron miofibras en regeneración más grandes y menos fibras necróticas (Figura 1G, H: panel d) en los músculos lesionados de los ratones viejos tratados con taurina, junto con menos infiltrados. El análisis de estos resultados, mostrados en los diagramas de la Figura 1I, reveló que la administración de taurina afectó la distribución del tamaño de las fibras al favorecer la acumulación de fibras regeneradoras más grandes en comparación con el músculo lesionado de control. En conclusión, estos resultados sugieren que la taurina puede estimular el proceso regenerativo al ejercer un papel protector en el mantenimiento de la integridad de las fibras musculares esqueléticas y al favorecer la aceleración de la formación de nuevas miofibras.

3.2. La suplementación con taurina modula la respuesta inflamatoria en el músculo envejecido

El envejecimiento se acompaña de un estado inflamatorio sistémico crónico de bajo grado [51] que puede ser responsable del deterioro de la capacidad regenerativa del músculo esquelético [52]. Para verificar si la respuesta regenerativa mejorada observada en los músculos lesionados de los ratones tratados con taurina estaba asociada con una modulación del proceso inflamatorio, examinamos la presencia de macrófagos mediante tinción con esterasa. Las Figuras 2A, B muestran que, como resultado de las inyecciones de CTX, todas las secciones musculares mostraron un mayor número de células inflamatorias mononucleadas en comparación con las contrapartes no lesionadas; sin embargo, la gran cantidad de macrófagos positivos para esterasa presentes en el músculo lesionado viejo (Figura 2A: panel c y Figura 2B) se atenuó significativamente en presencia de la suplementación con taurina (Figura 2A: panel d y Figura 2B). También se evaluó el efecto de la taurina en la disminución de la extensión de la inflamación durante el proceso regenerativo analizando los niveles de la isoforma fosforilada del factor de transcripción NF-kB ya que se sabe que su activación en el músculo esquelético conduce a la degradación de proteínas musculares específicas , induce inflamación y fibrosis, y bloquea la regeneración de las miofibras después de una lesión [53–55]. Como se muestra en la Figura 2C, D, el fosfo-NF-kB fue detectable a niveles muy bajos tanto en el control como en los músculos ilesos tratados con taurina, mientras que los altos niveles de fosfo-NF-kB detectados en los músculos lesionados por CTX se redujeron drásticamente en los músculos tratados con taurina. músculos de ratones viejos tratados con taurina. Se analizaron los niveles totales de NF-kB y la relación entre fosfo-NF-kB y NF-kB y se demostró que aumentaron, aunque no significativamente, con el daño inducido por CTX, mientras que la taurina evitó este efecto (Figura 2C, E, F) . Estos resultados demuestran que la taurina atenúa el estado inflamatorio en el músculo lesionado al disminuir los niveles tanto de NF-kB total como de fosfo-NF-kB.

3.3. La taurina modula la expresión de PGC1- y MEF2C en los músculos TA de ratones envejecidos

Para investigar mejor los mecanismos moleculares involucrados en el efecto positivo de la taurina en la homeostasis del músculo esquelético, evaluamos el papel del coactivador transcripcional PGC-1. PGC-1 es un factor importante en la promoción de un entorno antiinflamatorio en el músculo. Además, se ha informado que PGC-1 puede mejorar no solo la función muscular sino también la morfología e integridad de las miofibras, lo que implica un papel potencial para PGC-1 en la reparación y regeneración de fibras. En cooperación con el factor de transcripción MEF2C, se ha demostrado que PGC-1 regula la determinación del tipo de fibra muscular esquelética, promoviendo el cambio de fibras glucolíticas a fibras oxidativas más resistentes [56,57].

Por lo tanto, usando un análisis de RT-PCR, evaluamos los niveles de expresión de ARNm de PGC-1 y MEF2C en los extractos de TA de ratones tratados con taurina jóvenes, viejos y viejos para determinar si la administración de taurina indujo cambios transcripcionales de los mencionados anteriormente. factores en comparación con lo que se observó en su ausencia. Se utilizaron ratones jóvenes en condiciones saludables para evaluar los niveles de expresión de estos factores. Como se muestra en la Figura 3A, B, en ausencia de taurina, no se observaron cambios en los niveles de PGC-1 y solo una ligera disminución en los niveles de MEF2C en los extractos de ratones viejos en comparación con los jóvenes, mientras que los niveles de ARNm de ambas moléculas aumentaron significativamente en los ratones viejos sometidos a inyecciones intraperitoneales de taurina. Se ha demostrado que las fibras oxidativas de contracción lenta tipo I (que expresan la isoforma lenta de la cadena pesada de miosina, MHC lento) son más resistentes al daño y a una variedad de condiciones atróficas que las fibras glucolíticas de contracción rápida tipo IIb [29]. En varias patologías musculares, incluida la sarcopenia, el fenotipo del músculo más rápido está más gravemente comprometido en comparación con los músculos de contracción lenta, y la mayor sensibilidad de las fibras tipo IIb puede deberse a su menor contenido de PGC-1 en comparación con ese de las fibras oxidativas [58,59]. Aquí, mostramos mediante análisis de transferencia Western que los músculos TA de los ratones viejos expresaron niveles muy bajos de la isoforma de MHC lento en comparación con los extractos de músculos derivados de jóvenes; sin embargo, la expresión lenta de MHC aumentó en los extractos musculares de los ratones tratados con taurina (Figura 3C, D). Además, el análisis de transferencia Western de la isoforma MHC rápida reveló que, en presencia de taurina, su expresión aumentó significativamente en comparación con lo que se observó en los extractos de TA derivados de ratones viejos que no recibieron la administración de taurina (Figura 3F) . Consistentemente, los niveles reducidos de MHC (MF20) detectados en los extractos musculares de ratones viejos, en comparación con los de ratones jóvenes, aumentaron con la administración de taurina. Estos resultados sugieren que el efecto positivo de la taurina sobre la homeostasis del músculo esquelético de ratones envejecidos puede estar mediado por la estimulación de la vía PGC1- /MEF2C, favoreciendo un posible cambio metabólico de las miofibras hacia el fenotipo oxidativo y preservando el más fibras glicolíticas susceptibles.

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