Métodos para generar y evaluar modelos de pez cebra de enfermedades renales humanas, parte 2

Análisis histológico

Es posible que los mutantes no siempre muestren cambios morfológicos suficientemente informativos. Puede ser necesario el análisis histológico de estos embriones u órganos de los adultos para determinar la diferencia entre los animales mutantes y los de tipo salvaje. Los métodos de análisis histológico para larvas y peces cebra adultos están bien establecidos y se pueden realizar con un alto rendimiento (Sabaliauskas et al., 2006). Los embriones de pez cebra o el tejido adulto se pueden incrustar en parafina o resina JB-4 seguido de un microtomo para estudiar la arquitectura del tejido (Sullivan-Brown et al., 2011; Copper et al., 2018). El crio-sección también se puede realizar con embriones de pez cebra (Ferguson y Shive, 2019). Estas secciones de tejido se utilizan luego para tinción de inmunofluorescencia, estudios inmunohistoquímicos o tinción H&E. La tinción con H&E de secciones de riñón adulto mostró que el lado apical del túbulo proximal estaba teñido de rosa oscuro y tenía una luz amplia, mientras que el túbulo distal tenía una tinción rosa claro con una luz estrecha, lo que marca claramente el patrón de tinción diferencial entre los segmentos ( McCampbell et al., 2015). La técnica de tinción con ácido peryódico de Schiff (PAS) que detecta polisacáridos en los tejidos tiene afinidad por el epitelio del borde en cepillo del túbulo proximal (McCampbell et al., 2015; McKee y Wingert, 2015). La plata metenamina tiñe las membranas basales y puede usarse para la tinción de la membrana basal de los túbulos nefríticos y los glomérulos (McCampbell et al., 2015). Un modelo AKI de pez cebra por agresión con gentamicina mostró aplanamiento del epitelio, pérdida del borde en cepillo apical, distensión tubular y acumulación de desechos en la luz, lo que destaca la utilidad de la histología en el análisis de modelos de enfermedad de pez cebra (Cianciolo Cosentino et al., 2013) .

En los últimos años, la investigación sobre el uso de células madre y un remedio herbal chino para el tratamiento de enfermedades renales ha ganado gran atención. El mecanismo principal de las dos terapias es promover la reparación de los tejidos renales lesionados y proteger elfunciones renales restantes.

El remedio herbario chino, cistanche, se ha utilizado en la medicina tradicional china para tratar diversasenfermedades renales cronicasdesde la antigüedad. Se informa que la cistanche tiene el potencial de reducir la inflamación,reducir la fibrosis renal, y promover la síntesis de componentes de la matriz extracelular. Se ha revelado que estos efectos se deben a sus componentes bioactivos, que incluyen muchas sustancias fenólicas, triterpenoides y cumarinas.

Por otro lado, la tecnología de células madre ha supuesto una revolución en la práctica médica. La investigación ha demostrado que las células madre pueden diferenciarse en varios tipos de células renales y realizar actividades terapéuticas, incluida la protección de los tejidos renales funcionales restantes, la ralentización de la fibrosis tisular y la reparación de tejidos dañados.tejidos renales.

Haga clic en Cómo tomar Cistanche

Para más información:

david.deng@wecistanche.com WhatsApp:86 13632399501

En última instancia, la combinación de la medicina tradicional china con la ciencia moderna podría ser la clave para tratar diversasenfermedades renales. Esta estrategia ha sido aceptada gradualmente por la comunidad médica y los estudios ya han demostrado que la terapia combinada decistanchey el tratamiento con células madre puede reducir considerablemente la tasa de mortalidad de las enfermedades renales.

En conclusión, el uso decistanchey el tratamiento con células madre en el tratamiento de enfermedades renales muestra un gran potencial y requiere más investigación. La terapia combinada de los dos tratamientos podría proporcionar una mejor opción de tratamiento para quienes enfrentan enfermedades renales.

Identificación de defectos de segmentación de pronefros

El pronefros está modelado en diferentes segmentos que realizan distintas funciones. El mecanismo detrás de esta segmentación no se comprende claramente, aunque se han identificado muchos factores de transcripción como reguladores de la segmentación. Las diferencias en el patrón segmentario pueden identificarse fácilmente mediante análisis WISH con ribosondas que marcan específicamente diferentes segmentos del pronefros. La posición exacta de los segmentos de pronefros se puede marcar implementando una doble hibridación in situ de marcadores específicos de segmento y una ribosonda antisentido que marca el somita (como smyhc1 y xirp2a). Los marcadores específicos de segmento más comunes son slc20a1a para PCT, trpm7 para PST, slc12a1 para DE, stc1 para CS y slc12a3 para DL (Fig. 2). Las mutaciones en HNF1b humano están relacionadas con anomalías renales como displasia renal, riñón glomeruloquístico, oligomeganefronia y riñón funcional solitario (Lindner, 1999; Bingham et al., 2002; Bohn et al., 2003). Naylor et al., (2013) analizaron la segmentación de pronefros por WISH en embriones de pez cebra knock-out hnf1b utilizando genes marcadores específicos de segmento y encontraron que los marcadores de túbulos proximales y distales estaban ausentes en los mutantes. Usando experimentos similares, se encontró que el factor de transcripción vaciar el gen homeobox de espiráculos 1 (emx1) promueve el destino final distal e inhibe el destino temprano distal durante la nefrogénesis (Morales et al., 2018). Wingert et al., (2007) llevaron a cabo un análisis WISH de embriones tratados con AR y DEAB y encontraron que el tratamiento con DEAB resultó en una pérdida de los segmentos proximales y una expansión de los segmentos distales, mientras que el tratamiento con AR exógena revirtió este fenotipo. También establecieron un vínculo entre el factor de transcripción caudal (cdx) y la AR en la regulación de la posición y segmentación de las nefronas (Wingert et al., 2007). Hemos demostrado que la caída del dominio EF-hand que contiene 2 (efhc2) da como resultado la expansión de los segmentos tempranos distales y la reducción del CS y los segmentos tardíos distales. La expresión de odf3, que marca las células multiciliadas de los túbulos pronéfricos, también se redujo en los morfantes efhc2 (Barrodia et al., 2018).

Tinción e imágenes de cilios pronéfricos

Los cilios son orgánulos basados ​​en microtúbulos que son móviles o inmóviles. Los trastornos humanos causados ​​por defectos en la estructura y función de los cilios se denominan ciliopatías. Los defectos en los cilios presentes en los pronefros del pez cebra a menudo conducen a la flexión del cuerpo, la formación de quistes y la dilatación de los túbulos (Sullivan-Brown et al., 2008). Las células multiciliadas presentes en los pronefros de pez cebra se pueden visualizar mediante WISH o hibridación in situ con fluorescencia (FISH) utilizando ribosondas antisentido odf3b o rfx2 (Liu et al., 2007; Barrodia et al., 2018). Los cilios en embriones de pez cebra se pueden teñir usando tubulina a-acetilada y g-tubulina para marcar los cuerpos basales (Jaffe et al., 2010; Zaghloul y Katsanis 2011). El movimiento de los cilios móviles se puede registrar usando un microscopio con una cámara de alta velocidad empleando pez cebra transgénico como Tg (Foxj1a: GFP) (Tavares et al., 2017). Se desarrolló una técnica combinada de FISH y ensayo de inmunofluorescencia para marcar células multiciliadas, cilios y cuerpos basales (Marra et al., 2017). Se examinaron en detalle diferentes mutantes de pez cebra con defectos en los cilios, como Locke, swt y curly, y se descubrió que mostraban una variedad de defectos en el movimiento de los cilios (Sullivan-Brown et al., 2008). El movimiento ciliar se redujo en Locke mutante y los cilios estaban inmóviles en swt, mientras que los movimientos de los cilios en rizado variaron desde inmóviles hasta cambios irregulares. La inmunotinción con tubulina α-acetilada mostró que la longitud de los cilios era normal en swt y curly, mientras que locke mostraba cilios más cortos (Sullivan-Brown et al., 2008). Los métodos descritos aquí se han utilizado ampliamente para identificar defectos de cilios en enfermedades renales que involucran cilios.

Evaluación de la función del glomérulo

La función principal del riñón es filtrar la sangre y eliminar los desechos y el exceso de líquidos del cuerpo mientras previene la pérdida de macromoléculas en la orina. El glomérulo puede filtrar moléculas de 5 kDa pero no permite la excreción de moléculas más grandes como la albúmina sérica (Chang et al., 1976). Los métodos de diagnóstico comúnmente utilizados para evaluar la disfunción renal en humanos no se pueden aplicar al pez cebra debido a su pequeño tamaño. Sin embargo, se pueden inyectar en el pez cebra tintes fluorescentes de diferentes pesos moleculares que imitan las moléculas que se encuentran comúnmente en el riñón humano, y la evaluación de su eliminación o retención se puede usar como sustituto para determinar la función renal (Christou-Savina et al., 2015). ). Se ha demostrado que la inyección de dextrano fluorescente de 10 kDa en la cavidad pericárdica de embriones de pez cebra da como resultado una pérdida de alrededor del 85 por ciento del tinte a través de la secreción del riñón dentro de las 24 horas posteriores a la inyección (HPI) (Christou-Savina et al. , 2015). Los tintes de mayor peso molecular, como 70 kDa o más, necesitan inyección en la vasculatura y se retienen dentro de los embriones de tipo salvaje. Sin embargo, se pudo detectar dextrano de 70 kDa en la pared del túbulo proximal cuando se inyecta en la vasculatura del pez cebra mutante de cistinosis (ctn), lo que indica que la integridad de las ranuras del filtro del glomérulo está comprometida en las larvas cents-/- (Elmonem et al., 2017) . Kramer-Zucker et al., (2005) inyectaron FITC-dextrano de 500 kDa en la vena cardinal de 84 hpf de tipo salvaje y embriones de pez cebra morfante con nefrina y podocina, y detectaron el tinte en los pronefros, lo que indica una disfunción de las nefronas en estos morfantes.

Evaluación de la reabsorción de metabolitos

El receptor endocítico transmembrana megalin/LRP2, su adaptador desactivado2 (dab2) y el correceptor Dublin desempeñan una función central en la eliminación de metabolitos del filtrado glomerular mediada por endocitosis (Anzenberger, 2006). La inyección de dextrano marcado con fluorescencia de 70 kDa o proteína asociada al receptor (RAP) conjugada con fluorescencia, una proteína que se asocia físicamente con megalin/LRP2 en el torrente sanguíneo de embriones de pez cebra, conduce a la absorción de estas moléculas para su reabsorción. Esto sirve como un método conveniente para evaluar la función de reabsorción de metabolitos del riñón. De acuerdo con su papel central en la reabsorción de metabolitos, la desactivación de megalin/LRP2 o dab2 conduce a una falla completa de la captación endocítica mediada por receptores de marcadores en morfantes (Anzenberger, 2006).

Evaluación de la dilatación del túbulo

El túbulo pronéfrico está revestido por una sola capa de células epiteliales polarizadas. La morfología del túbulo pronéfrico y su forma de convertirse en distintos segmentos está controlada por la proliferación de células epiteliales diferenciadas cerca del extremo distal y su migración hacia el glomérulo. Estos eventos, a su vez, están regidos por el fluido que fluye en el pronefros, lo que proporciona una correlación entre la morfología y la función de los órganos (Vasilyev et al., 2009). Las celdas en el extremo proximal son contorneadas y más columnares, mientras que las celdas en el extremo distal son cúbicas (Vasilyev et al., 2009). Una disminución en la tasa de filtración glomerular, la obstrucción en el túbulo o los defectos en el desarrollo y la motilidad de los cilios inhiben esta migración celular colectiva de la dirección posterior a la anterior. Sin embargo, las células en el extremo distal continúan proliferando, provocando la dilatación de los túbulos pronéfricos (Naylor y Davidson, 2017). La dilatación de los túbulos se puede evaluar mediante la observación directa de embriones completos bajo un microscopio o mediante un análisis histológico. La óptica DIC se puede utilizar para obtener imágenes y calcular el diámetro del túbulo pronéfrico de los embriones de pez cebra. Sullivan-Brown et al., (2008) compararon la dilatación del túbulo en mutantes de tipo salvaje y curly que tenían defectos en los cilios y encontraron que en el tipo salvaje el túbulo medial tenía un diámetro mayor en comparación con el túbulo posterior y que el diámetro de los túbulos mediales disminuyeron con el tiempo. En mutantes rizados, el diámetro de los túbulos medial y posterior fue similar al tipo salvaje a 26-30 hpf, pero se observó un aumento constante en el diámetro del túbulo medial en estos mutantes a partir de las 48 hpf. Se observó además que el número de células que rodean el túbulo medial también aumentó en los embriones mutantes (Sullivan-Brown et al., 2008). Las mutaciones en el gen humano MNX1 (motor neuron and pancreas homeobox 1) causan el síndrome de Currarino, una rara enfermedad congénita caracterizada por agenesia sacra y anomalías urogenitales y renales como riñón en herradura, riñón único, hidronefrosis y estenosis anorrectal (Currarino et al., 1981; Lee et al., 2018; Dworschak et al., 2021). Ott et al., (2016) generaron morfantes mnx2b en un fondo Tg(-8cldnb.1:lynEGFP)zf106 para obtener imágenes de células epiteliales en pronefros en desarrollo y descubrieron que los morfantes mostraban diámetros de túbulos proximales agrandados en comparación con los salvajes. -escriba controles en 4 pdf. Un análisis posterior reveló que estos morfantes tenían funciones renales alteradas, cilios pronéfricos desorganizados y microvellosidades apicales deformadas (Ott et al., 2016). Tal análisis utilizando el pez cebra sin duda nos ayudaría a comprender el mecanismo subyacente de las enfermedades humanas.

Evaluación de la polaridad de las células epiteliales

La polaridad de las células epiteliales del túbulo pronéfrico se mantiene mediante complejos proteicos que segregan la membrana celular en dominios apicales y basolaterales y organizan los subdominios de la membrana para funciones específicas como secreción, filtración, absorción y estimulación sensorial (Pieczynski y Margolis, 2011). La dislocación de varios receptores, transportadores y canales se ha identificado en muchas enfermedades como Na más K más -ATPasa, Na más K más cotransportador 2Cl− y EGFR en PKD y H más -ATPasa en la enfermedad de Dent (Wilson, 2011) . La polaridad de las células epiteliales se puede comprobar mediante la tinción de inmunofluorescencia de embriones completos utilizando un anticuerpo contra Na más /K más -ATPasa, marcador de unión estrecha ZO-1 o fosfatasa alcalina (AP) para identificar los defectos en la polarización de epitelio tubular en mutantes en comparación con embriones de tipo salvaje. Na plus /K plus -ATPasa es una de las proteínas más abundantes en las células epiteliales tubulares que mantiene la homeostasis del sodio-potasio y regula las funciones de otros transportadores presentes en las células epiteliales (Fernández y Malnic, 1998). Se localiza en la membrana plasmática basolateral y es importante para la polarización de las células epiteliales y la formación y mantenimiento de uniones estrechas (Rajasekaran et al., 2001). ZO-1 y AP se utilizan para marcar las superficies apicales de las células epiteliales pronéfricas. Drummond et al., (1998) analizaron un grupo de mutantes que tenían un defecto de leve a severo en pronephros. Comprobaron la polaridad de las células epiteliales en embriones de 2,5 pdf mediante tinción de inmunofluorescencia con anticuerpo monoclonal anti-Na más /K más -ATPasa alfa subunidad (a6F) seguido de corte de tejido. Este análisis mostró que la localización de Na plus /K plus -ATPasa estaba alterada en la mayoría de las líneas mutantes en comparación con su expresión basolateral normal. En los mutantes double bubble (bb) y fleer (flr), la Na plus / K plus -ATPasa se expresó en la superficie apical mientras que la superficie basolateral mostró una tinción reducida. Otros mutantes tenían más tinción lateral, con superficies apicales y basolaterales sin teñir (Drumond et al., 1998).

Detección de cálculos renales

Los cálculos renales son cristales de sales depositados, entre los cuales los de calcio son los más comunes (Evan, 2010). Estos están compuestos por oxalato de calcio (CaOx) y fosfato de calcio (CaP) en diferentes proporciones. Se pueden esperar cálculos de calcio en mutantes de pez cebra que tengan alterada la homeostasis del calcio. Los tintes vitales como el rojo de alizarina (fluorescente rojo) y la calceína (fluorescente verde) se pueden usar para detectar tejidos que contienen calcio y cálculos renales en larvas de pez cebra. Elizondo et al., (2010) demostraron que el 57 - 97 por ciento de los embriones mutantes homocigóticos trpm7 desarrollaron cálculos renales a los 5 dpf, mientras que solo el 0-1,4 por ciento de los hermanos de tipo salvaje desarrollaron dichos cálculos. Las imágenes de embriones mutantes homocigóticos trpm7 teñidos con rojo de alizarina en diferentes momentos mostraron que los embriones 2-4 dpf no tenían cálculos, y los cálculos se observaron a los 5 dpf en la luz y no en el epitelio del túbulo pronéfrico (Elizondo et al. ., 2010).

Conclusiones y perspectivas

La incidencia de enfermedades renales está aumentando a un ritmo alarmante en todo el mundo. Existe una necesidad urgente de identificar las causas de estas enfermedades y desarrollar nuevos métodos para su diagnóstico y curación. El riñón metanéfrico de los mamíferos es complejo, lo que dificulta la comprensión de la patología de la enfermedad renal. El pronefros en las larvas de pez cebra es funcional y tiene solo dos nefronas a cada lado de la notocorda con un glomérulo compartido en el extremo anterior y una cloaca en el extremo posterior. En esta revisión, hemos discutido varios métodos que pueden usarse para generar modelos de pez cebra de enfermedades renales humanas y cómo analizar el fenotipo de estos modelos de enfermedades a nivel morfológico, celular y molecular. La minuciosa investigación realizada por muchos grupos ha establecido estos métodos de generación y análisis de modelos de enfermedades a lo largo de los años. Estos esfuerzos ahora han establecido que los embriones y adultos de pez cebra pueden usarse como modelos de enfermedad renal humana que pueden recapitular fielmente varios aspectos de la disfunción renal observada en humanos. Estos esfuerzos también han generado muchas herramientas y recursos útiles, incluidas líneas mutantes y transgénicas. Esto ofrece la oportunidad no solo de comprender los mecanismos de la enfermedad renal utilizando el pez cebra, sino también de usarlos para descubrir nuevos medicamentos para tratar las enfermedades renales. La diabetes es uno de los principales contribuyentes a las complicaciones relacionadas con los riñones en los seres humanos. El pez cebra ofrece una oportunidad en la que también se puede estudiar la disfunción renal relacionada con la diabetes (Jör gens et al., 2012). Por lo tanto, el pez cebra tiene una excelente base como modelo de enfermedad y ofrece un enorme potencial para encontrar soluciones novedosas a las enfermedades humanas.

Expresiones de gratitud

Agradecemos a Tarique Anwar y Supriya Borah por sus discusiones y comentarios. SF es beneficiario de DBT (DBT/2015/ILS/361) y UR es beneficiario de la beca DST-Inspire. La investigación en el laboratorio RKS cuenta con el apoyo de SERB-EMR (EMR/2016/003780) y fondos internos del ILS, que es un instituto autónomo de DBT, el Gobierno de la India.

Contribución del autor

SF concibió y escribió el primer manuscrito. ONU y RKS discutieron y modificaron el manuscrito.

Referencias

1. AMSTERDAM A, BURGESS S, GOLLING G, CHEN W, SUN Z, TOWNSEND K, FARRINGTON S, HALDI M, HOPKINS N (1999). Una pantalla de mutagénesis de inserción a gran escala en pez cebra. Genes Dev 13: 2713–2724.

2. ANZENBERGER U (2006). Elucidación de los procesos de transporte endocítico dependientes de megalina/LRP2-en el pronefros larval del pez cebra. J Cell Sci 119: 2127–2137.

3. BARRODIA P, PATRA C, SWAIN RK (2018). El dominio EF-hand que contiene 2 (Efhc2) es crucial para la segmentación distal de pronefros en el pez cebra. Cell Biosci 8: 53.

4.BEGEMANN G, SCHILLING TF, RAUCH GJ, GEISLER R, INGHAM PW (2001). La mutación sin cuello del pez cebra revela un requisito para raldh2 en las señales mesodérmicas que modelan el cerebro posterior. Desarrollo 128: 3081–3094.

5. BIKBOV B, PURCELL CA, LEVEY AS, SMITH M, ABDOLI A, ABEBE M, ADEBAYO OM, AFARIDEH M, AGARWAL SK, AGUDELO-BOTERO M, et al., (2020). Carga global, regional y nacional de enfermedad renal crónica, 1990–2017: un análisis sistemático para el Estudio de carga global de enfermedad 2017. Lancet 395: 709–733.

6. BILL BR, PETZOLD AM, CLARK KJ, SCHIMMENTI LA, EKKER SC (2009). Una imprimación para el uso de morfolino en pez cebra. Pez cebra 6: 69–77.

7. BINGHAM C, ELLARD S, COLE TRP, JONES KE, ALLEN LIS, GOODSHIP JA, GOODSHIP THJ, BAKALINOVA-PUGH D, RUSSELL GI, WOOLF AS, NICHOLLS AJ, HATTERSLEY AT (2002). Riñón funcional solitario y diversas malformaciones del tracto genital asociadas con mutaciones del factor nuclear de hepatocitos-1b. Riñón Int 61: 1243–1251.

8. BOCH J, BONAS U (2010). Efectores de la familia Xanthomonas AvrBs3 tipo III: descubrimiento y función. Annu Rev Phytopathol 48: 419–436.

9.BOHN S, THOMAS H, TURAN G, ELLARD S, BINGHAM C, HATTERSLEY AT, RYFFEL GU (2003). Distintas propiedades moleculares y morfogenéticas de las mutaciones en el gen humano HNF1b que conducen al desarrollo renal defectuoso. J Am Soc Nephrol 14: 2033–2041.

10.CANTAGREL V, SILHAVY JL, BIELAS SL, SWISTUN D, MARSH SE, BERTRAND JY, AUDOLLENT S, ATTIÉ-BITACH T, HOLDEN KR, DOBYNS WB, et al., (2008). Las mutaciones en el gen ARL13B de los cilios conducen a la forma clásica del síndrome de Joubert. Soy J Hum Genet 83: 170–179.

11.CAO Y, SEMANCHIK N, LEE SH, SOMLO S, BARBANO PE, COIFMAN R, SUN Z (2009). La pantalla de modificadores químicos identifica los inhibidores de HDAC como supresores de los modelos PKD. Proc Natl Acad Sci 106: 21819–21824.

12. CARNEY EF (2020). El impacto de la enfermedad renal crónica en la salud mundial. Nat Rev Nephrol 16: 251–251.

13. CHAMBERS BE, WINGERT RA (2016). Progenitores renales: roles en la enfermedad renal y la regeneración. World J Stem Cells 8: 367–375.

14. CHANG RLS, DEEN WM, ROBERTSON CR, BENNETT CM, GLASSOCK RJ, BRENNER BM, TROY JL, UEKI IF, RASMUSSEN B (1976). Permselectividad de la pared capilar glomerular. Estudios de glomerulonefritis experimental en la rata utilizando dextrano neutro. J Clin Invest 57: 1272–1286.

15. CHRISTOU-SAVINA S, BEALES PL, OSBORN DPS (2015). Evaluación de la función renal del pez cebra mediante un ensayo de aclaramiento fluorescente. J Vis Exp 96: e52540.

16.CIANCIOLO COSENTINO C, ROMAN BL, DRUMMOND IA, HUKRIEDE NA (2010). Microinyecciones intravenosas de larvas de pez cebra para estudiar la lesión renal aguda. J Vis Exp 42: e2079.

17.CIANCIOLO COSENTINO C, SKRYPNYK NI, BRILLI LL, CHIBA T, NOVITSKAYA T, WOODS C, WEST J, KOROTCHENKO VN, MCDERMOTT L, DAY BW, DAVID SON AJ, HARRIS RC, DE CAESTECKER MP, HUKRIEDE NA (2013). El inhibidor de la histona desacetilasa mejora la recuperación después de la LRA. J Am Soc Nephrol 24: 943–953.

18. COBRE JE, BUDGEON LR, FOUTZ CA, VAN ROSSUM DB, VANSELOW DJ, HUBLEY MJ, CLARK DP, MANDRELL DT, CHENG KC (2018). Análisis comparativo de técnicas de fijación e incrustación para la preparación histológica optimizada del pez cebra.

19. Comp Biochem Physiol Parte C Toxicol Pharmacol 208: 38–46. TRIPULACIONES DC, BELLO AK, SAADI G (2019). Carga, acceso y disparidades en la enfermedad renal. Rev Nefrol Dial y Traspl 39: 1–11.

20. CURADO S, STAINIER DYR, ANDERSON RM (2008). Ablación de células/tejidos mediada por nitroreductasa en pez cebra: un método de ablación controlado espacial y temporalmente con aplicaciones en estudios de desarrollo y regeneración. Protocolo nacional 3: 948–954.

21. CURRARINO G, COLN D, VOTTELER T (1981). Tríada de anomalías anorrectales, sacras y presacras. Soy J Roentgenol 137: 395–398.

22. DESGRANGE A, CEREGHINI S (2015). Patrones de nefrona: lecciones de estudios de xenopus, pez cebra y ratón. Celdas 4: 483–499.

23.DIEP CQ, MA D, DEO RC, HOLM TM, NAYLOR RW, ARORA N, WINGERT RA, BOLLIG F, DJORDJEVIC G, LICHMAN B, ZHU H, IKENAGA T, ONO F, ENGLERT C, COWAN CA, HUKRIEDE NA, HANDIN RI, DAVIDSON AJ (2011). Identificación de progenitores de nefronas adultas capaces de regeneración renal en pez cebra. Naturaleza 470: 95–100.

24. DIEP CQ, PENG Z, UKAH TK, KELLY PM, DAIGLE R V., DAVIDSON AJ (2015). Desarrollo del mesonefros del pez cebra. génesis 53: 257–269.

25. DRUMMOND I (2003). Hacer un riñón de pez cebra: una historia de dos tubos. Tendencias Cell Biol 13: 357–365.

26.DRUMMOND IA, MAJUMDAR A, HENTSCHEL H, ELGER M, SOLNICA-KREZEL L, SCHIER AF, NEUHAUSS SCF, STEMPLE DL, ZWARTKRUIS F, RANGINI Z, DRIEVER W, FISHMAN MC (1998). Desarrollo temprano del pronefros del pez cebra y análisis de mutaciones que afectan la función pronéfrica. Desarrollo 125: 4655–4667.

27.DWORSCHAK GC, REUTTER HM, LUDWIG M (2021). Síndrome de Currarino: una revisión genética integral de un trastorno congénito raro. Orphanet J Rare Dis 16: 167.

28. EISEN JS, SMITH JC (2008). Controlando experimentos con morfolino: no dejéis de hacer antisentido. Desarrollo 135: 1735–1743.

29.EL-BROLOSY MA, STAINIER DYR (2017). Compensación genética: Un fenómeno en busca de mecanismos Ed. C Moens. PLOS Genet 13: e1006780.

30.ELIZONDO MR, BUDI EH, PARICHY DM (2010). La regulación de Trpm7 de la homeostasis de cationes in vivo y la función renal involucra estaniocalcina 1 y Fgf23. Endocrinología 151: 5700–5709.

31.ELMONEM M, BERLINGERIO S, VAN DEN HEUVEL L, DE WITTE P, LOWE M, LEVTCHENKO E (2018). Enfermedades renales genéticas: el papel emergente de los modelos de pez cebra. Celdas 7: 130.

32. ELMONEM MA, KHALIL R, KHODAPARAST L, KHODAPARAST L, ARCOLINO FO, MORGAN J, PASTORE A, TYLZANOWSKI P, NY A, LOWE M, DE WITTE PA, BAELDE HJ, VAN DEN HEUVEL LP, LEVTCHENKO E (2017). El mutante de pez cebra de cistinosis (ctn) muestra disfunción glomerular y tubular pronéfrica. Informe científico 7: 42583.

33.ENE-IORDACHE B, PERICO N, BIKBOV B, CARMINATI S, REMUZZI A, PERNA A, ISLAM N, BRAVO RF, ALECKOVIC-HALILOVIC M, ZOU H, et al., (2016). Enfermedad renal crónica y riesgo cardiovascular en seis regiones del mundo (ISN-KDDC): un estudio transversal. Lancet Glob Heal 4: e307–e319.

34. EVAN AP (2010). Fisiopatología y etiología de la formación de cálculos en el riñón y el tracto urinario. Pediatr Nephrol 25: 831–841.

35. FERGUSON JL, SHIVE HR (2019). Inmunofluorescencia secuencial e inmunohistoquímica en embriones de pez cebra crioseccionados. J Vis Exp 147: e59344.

36.FERNÁNDEZ R, MALNIC G (1998). Interacción de H más ATPasa y Cl − en la regulación del pH de las células MDCK. J Membr Biol 163: 137–145.

37. FOREMAN KJ, MARQUEZ N, DOLGERT A, FUKUTAKI K, FULLMAN N, McGaughey M, PLETCHER MA, SMITH AE, TANG K, YUAN CW, et al., (2018). Pronóstico de la esperanza de vida, los años de vida perdidos y la mortalidad por todas las causas y por causas específicas para 250 causas de muerte: escenarios de referencia y alternativos para 2016–40 para 195 países y territorios. Lanceta 392: 2052–2090. 38.GELDSETZER P, MANNE-GOEHLER J, THEILMANN M, DAVIES JI, AWASTHI A, VOLLMER S, JAACKS LM, BÄRNIGHAUSEN T, ATUN R (2018). Diabetes e hipertensión en la India. JAMA Intern Med 178: 363.

39.HANKE N, STAGGS L, SCHRODER P, LITTERAL J, FLEIG S, KAUFELD J, PAULI C, HALLER H, SCHIFFER M (2013). "Pesca cebra" para nuevos genes relevantes para la barrera de filtración glomerular. Biomed Res Int 2013: 1–12.

40. HELLMAN NE, LIU Y, MERKEL E, AUSTIN C, LE CORRE S, BEIER DR, SUN Z, SHARMAN, YODER BK, DRUMMOND IA (2010). El factor de transcripción foxj1a de pez cebra regula la función de los cilios en respuesta a lesiones y estiramiento epitelial. Proc Natl Acad Sci USA 107: 18499–18504.

41.HENTSCHELDM,PARKKM,CILENTIL,ZERVOSAS,DRUMMONDI,BONVENTRE J V. (2005). Insuficiencia renal aguda en el pez cebra: un sistema novedoso para estudiar una enfermedad compleja. Soy J Physiol Physiol 288: F923–F929.

42. HILL NR, FATOBA ST, OKE JL, HIRST JA, O'CALLAGHAN CA, LASSERSON DS, HOBBSFDR (2016). Prevalencia mundial de la enfermedad renal crónica: revisión sistemática y metanálisis Ed. G Remuzzi. PLoS One 11: e0158765.

43. HOWE K, CLARK MD, TORROJA CF, TORRANCE J, BERTHELOT C, MUFFATO M, COLLINS JE, HUMPHREY S, MCLAREN K, MATTHEWS L, et al., (2013). La secuencia del genoma de referencia del pez cebra y su relación con el genoma humano. Naturaleza 496: 498–503.

44. JAFFE KM, THIBERGE SY, BISHER ME, BURDINE RD (2010). Imágenes de cilios en pez cebra. En Métodos en Biología Celular (Ed. Cassimeris L, Tran P). Vol.97. Prensa académica, págs. 415-435.

45. JAIN S (2014). Desarrollo renal y anomalías relacionadas. En Pathobiology of Human Disease Elsevier, págs. 2701–2715.

46. ​​JHA V, GARCIA-GARCIA G, ISEKI K, LI Z, NAICKER S, PLATTNER B, SARAN R, WANG AYM, YANG CW (2013). Enfermedad renal crónica: dimensión global y perspectivas. Lanceta 382: 260–272.

47.JOBST-SCHWAN T, HOOGSTRATEN CA, KOLVENBACH CM, SCHMIDT JM, KOLB A, EDDY K, SCHNEIDER R, ASHRAF S, WIDMEIER E, MAJMUNDAR AJ, HILDEBRANDT F (2019). El tratamiento con corticosteroides exacerba el síndrome nefrótico en un modelo de pez cebra de magi2a knockout. Riñón Int 95: 1079–1090.

48. JOHNSON CS, HOLZEMER NF, WINGERT RA (2011). Ablación con láser del pronefros del pez cebra para estudiar la regeneración del epitelio renal. J Vis Exp 54: 2845.

49.JÖRGENS K, HILLEBRANDS JL, HAMMES HP, KROLL J (2012). Pez cebra: un modelo para comprender las complicaciones diabéticas. Exp Clin Endocrinol Diabetes 120: 186–187.

50.KAMEI CN, LIU Y, DRUMMOND IA (2015). Regeneración renal en pez cebra adulto por lesión inducida por gentamicina. J Vis Exp 102: e51912.

51.KAUFMAN CK, BLANCO RM, ZON L (2009). Cribado genético químico en el embrión de pez cebra. Protocolo Nacional 4: 1422–1432.

52. KAWASUMI M, NGHIEM P (2007). Genética química: esclarecimiento de sistemas biológicos con compuestos de molécula pequeña. J Invest Dermatol 127: 1577–1584.

53.KIM BH, ZHANG GJ (2020). Generación de líneas de pez cebra knockout estables mediante la eliminación de grandes fragmentos cromosómicos utilizando múltiples ARNg. G3 Genes, Genomas, Genet 10: 1029–1037.

54. KRAMER-ZUCKER AG (2005). El flujo de fluido impulsado por los cilios en el pronefros, el cerebro y la vesícula de Kupffer del pez cebra es necesario para la organogénesis normal. Desarrollo 132: 1907–1921.

55.KRAMER-ZUCKER AG, WIESSNER S, JENSEN AM, DRUMMOND IA (2005). La organización del aparato de filtración pronéfrica en el pez cebra requiere Nephrin, Podocin y los ojos mosaicos de proteína de dominio FERM. Dev Biol 285: 316–329.

56. KRISHNAMURTHY VG (1976). Citofisiología de Corpúsculos de Stannius. Int Rev Cytol 46: 177–249.

57. KROEGER PT, DRUMMOND BE, MICELI R, MCKERNAN M, GERLACH GF, MARRA AN, FOX A, MCCAMPBELL KK, LESHCHINER I, RODRIGUEZ-MARI A, BREMILLER R, THUMMEL R, DAVIDSON AJ, POSTLETHWAIT J, GOESSLING W, WINGERT AR (2017). El zepelín mutante de riñón de pez cebra revela que brca2/fancd1 es esencial para el desarrollo de pronefros. Dev Biol 428: 148–163.

58. LAWSON ND, WOLFE SA (2011). Enfoques genéticos directos e inversos para el análisis del desarrollo de vertebrados en el pez cebra. Celda de desarrollo 21: 48–64.

59. LEE S, KIM EJ, CHO SI, PARK H, SEO SH, SEONG MW, PARK SS, JUNG SE, LEE SC, PARK KW, KIM HY (2018). El espectro de variantes patogénicas de MNX1 y características clínicas asociadas en pacientes coreanos con síndrome de Currarino. Ann Lab Med 38: 242–248.

60. LEVEY AS, ASTOR BC, STEVENS LA, CORESH J (2010). Enfermedad renal crónica, diabetes e hipertensión: ¿Qué significa un nombre? Riñón Int 78: 19–22.

61.LINDNER TH, NJOLSTAD PR, HORIKAWA Y, BOSTAD L, BELL GI, SOVIK O (1999). Un nuevo síndrome de diabetes mellitus, disfunción renal y malformación genital asociado con una deleción parcial del dominio pseudo-POU del factor nuclear de hepatocitos-1beta. Hum Mol Genet 8: 2001-2008.

62. LIU K, PETREE C, REQUENA T, VARSHNEY P, VARSHNEY GK (2019). Ampliación de la caja de herramientas CRISPR en pez cebra para estudiar el desarrollo y la enfermedad. Front Cell Dev Biol 7: 13.

63. LIU Y, LUO D, LEI Y, HU W, ZHAO H, CHENG CHK (2014). Un enfoque altamente eficaz mediado por TALEN para la alteración de genes específicos en Xenopus tropicalis y el pez cebra. Métodos 69: 58–66.

64. LIU Y, PATHAK N, KRAMER-ZUCKER A, DRUMMOND IA (2007). La señalización de Notch controla la diferenciación de los epitelios transportadores y las células multiciliadas en los pronefros del pez cebra. Desarrollo 134: 1111–1122.

65. LUNT SC, HAYNES T, PERKINS BD (2009). Los mutantes de transporte intraflagelar de pez cebra ift57, ift88 e ift172 interrumpen los cilios pero no afectan la señalización de hedgehog. Dev Dyn 238: 1744–1759.

66. MANGOS S, LAM P y., ZHAO A, LIU Y, MUDUMANA S, VASILYEV A, LIU A, DRUMMOND IA (2010). Los genes ADPKD pkd1a/b y pkd2 regulan la formación de matriz extracelular. Dis Model Mech 3: 354–365.

67.MARRA AN, ULRICH M, WHITE A, SPRINGER M, WINGERT RA (2017). Visualización de células multiciliadas en el pez cebra a través de un protocolo combinado de hibridación in situ fluorescente de montaje completo e inmunofluorescencia. J Vis Exp 129: 56261.

68. MCCAMPBELL KK, SPRINGER KN, WINGERT RA (2015). Atlas de Dinámica Celular durante la Regeneración de Riñón Adulto de Pez Cebra. Stem Cells International 2015: 1–19.

69.MCKEE RA, WINGERT RA (2015). Patología renal del pez cebra: modelos emergentes de lesión renal aguda. Curr Pathobiol Rep 3: 171–181.

70.MINGEOT-LECLERCQ MP, TULKENS PM (1999). Aminoglucósidos: Nefrotoxicidad. Agentes antimicrobianos Chemother 43(5): 1003–1012.

71. MORALES EE, HANDA N, DRUMMOND BE, CHAMBERS JM, MARRA AN, ADDI EGO A, WINGERT RA (2018). Se requiere homeogene emx1 para el desarrollo del segmento distal de la nefrona en el pez cebra. Informe científico 8: 18038.

72.MULLINS MC, HAMMERSCHMIDT M, HAFFTER P, NÜSSLEIN-VOLHARD C (1994). Mutagénesis a gran escala en el pez cebra: en busca de genes que controlen el desarrollo en un vertebrado. Curr Biol 4: 189–202.

73. NAYLOR RW, CHANG H-HG, QUBISI S, DAVIDSON AJ (2018). Un nuevo mecanismo de formación de glándulas en el pez cebra que involucra la transdiferenciación de células epiteliales renales y la extrusión de células vivas. Elife 7: e38911.

74. NAYLOR RW, DAVIDSON AJ (2017). Formación de túbulos pronéfricos en pez cebra: morfogénesis y migración. Pediatr Nephrol 32: 211–216.

75. NAYLOR RW, PRZEPIORSKI A, REN Q, YU J, DAVIDSON AJ (2013). HNF1 bEs esencial para la segmentación de nefronas durante la nefrogénesis. J Am Soc Nephrol 24: 77–87.

76.OTT E, WENDIK B, SRIVASTAVA M, PACHO F, TÖCHTERLE S, SALVENMOSER W, MEYER D (2016). La morfogénesis del túbulo pronéfrico en el pez cebra depende de la represión de irx1b mediada por Mnx dentro del mesodermo intermedio. Dev Biol 411: 101-114.

77. OUTTANDY P, RUSSELL C, KLETA R, BOCKENHAUER D (2019). El pez cebra como modelo de función y enfermedad renal. Pediatr Nephrol 34: 751–762.

78.PALMYRE A, LEE J, RYKLIN G, CAMARATA T, SELIG MK, DUCHEMIN AL, NOWAK P, ARNAOUT MA, DRUMMOND IA, VASILYEV A (2014). La migración epitelial colectiva impulsa la reparación renal después de una lesión aguda Ed. AJ Cabla. PLoS One 9: e101304.

79. PATTON EE, ZON LI (2001). El arte y diseño de pantallas genéticas: pez cebra. Nat Rev. Genet 2: 956–966.

80.PIECZYNSKI J, MARGOLIS B (2011). Complejos proteicos que controlan la polaridad del epitelio renal. Soy J Physiol Physiol 300: F589–F601.

81.POUREETEZADI SJ, WINGERT RA (2016). Pequeño pez, gran captura: el pez cebra como modelo para la enfermedad renal. Riñón Int 89: 1204–1210.

82.RAJAPURKAR MM, JOHN GT, KIRPALANI AL, ABRAHAM G, AGARWAL SK, ALMEIDA AF, GANG S, GUPTA A, MODI G, PAHARI D, PISHARODY R, PRAKASH J, RAMAN A, RANA DS, SHARMA RK, SAHOO R, SAKHUJA V, TATAPUDI RR, JHA V (2012). Qué sabemos sobre la enfermedad renal crónica en la India: primer informe del registro indio de ERC. BMC Nephrol 13:10.

83.RAJASEKARAN SA, PALMER LG, MOON SY, PERALTA SOLER A, APODACA GL, HARPER JF, ZHENG Y, RAJASEKARAN AK (2001). Se requiere actividad Na,K-ATPasa para la formación de uniones estrechas, desmosomas e inducción de polaridad en células epiteliales Ed. G Guidotti. Mol Biol Cell 12: 3717–3732.

84. ROBERTS RJ, ELLIS AE (2012). La anatomía y fisiología de los teleósteos. En Fish Pathol Cuarta edición (Ed. Roberts RJ) Wiley, págs. 17–61.

85.ROBU ME, LARSON JD, NASEVICIUS A, BEIRAGHI S, BRENNER C, FARBER SA, EKKER SC (2007). p53 Activación por Knockdown Technologies Ed. Mullins M. PLoS Genet 3: e78.

86.ROSSI A, KONTARAKIS Z, GERRI C, NOLTE H, HÖLPER S, KRÜGER M, STAINIER DYR (2015). La compensación genética es inducida por mutaciones perjudiciales pero no por caídas de genes. Naturaleza 524: 230–233.

87.SABALIAUSKAS NA, FOUTZ CA, MEST JR, BUDGEON LR, SIDOR AT, GERSHENSON JA, JOSHI SB, CHENG KC (2006). Histología de pez cebra de alto rendimiento. Métodos 39: 246–254.

88. SERTORI R, TRENGOVE M, BASHEER F, WARD AC, LIONGUE C (2016). Edición del genoma en pez cebra: una descripción práctica. Breve función genómica 15: 322–330.

89. SHAH AN, DAVEY CF, WHITE BIRCH AC, MILLER AC, MOENS CB (2016). Detección genética inversa rápida utilizando CRISPR en pez cebra. Pez cebra 13: 152–153.

90. SHAO W, ZHONG D, JIANG H, HAN Y, YIN Y, LI R, QIAN X, CHEN D, JING L (2020). Un nuevo aminoglucósido gentamicina muestra baja nefrotoxicidad y ototoxicidad en embriones de pez cebra. J Appl Toxicol 41:1063-1075.

91.SHARMA KR, HECKLER K, STOLL SJ, HILLEBRANDS JL, KYNAST K, HERPEL E, PORUBSKY S, ELGER M, HADASCHIK B, BIEBACK K, HAMMES HP, NAWROTH PP, KROLL J (2016). ELMO1 protege la estructura renal y la ultrafiltración en el desarrollo renal y en condiciones diabéticas. Informe científico 6: 37172.

92. SMYTH IM, CULLEN-MCEWEN LA, CARUANA G, BLACK MJ, BERTRAM JF (2017). Desarrollo del Riñón. En Fetal and Neonatal Physiology Elsevier, pp. 953-964.e4.

93. SULLIVAN-BROWN J, BISHER ME, BURDINE RD (2011). Incrustación, seccionamiento en serie y tinción de embriones de pez cebra con resina JB-4. Protocolo nacional 6: 46–55.

94.SULLIVAN-BROWN J, SCHOTTENFELD J, OKABE N, HOSTETTER CL, SERLUCA FC, THIBERGE SY, BURDINE RD (2008). Las mutaciones del pez cebra que afectan la motilidad de los cilios comparten fenotipos quísticos similares y sugieren un mecanismo de formación de quistes que difiere de los morfantes pkd2. Dev Biol 314: 261–275.

95. SUMMERTON J. (1999). Oligómeros antisentido de morfolino: el caso de un tipo estructural independiente de RNasa H. Biochim Biophys Acta - Gene Struct Expr 1489: 141–158.

96.SUN, Z. AMSTERDAM, A. PAZOUR, GJ COLE, DG MILLER SM (2004). Una pantalla genética en el pez cebra identifica los genes de los cilios como la causa principal del riñón quístico. Desarrollo 131: 4085–4093.

97. TAHARA T, OGAWA K, TANIGUCHI K (1993). Ontogenia de los pronefros y mesonefros en la rana con uñas sudafricana, Xenopus laevis Daudin, con especial referencia a la apariencia y el movimiento de las células inmunopositivas para renina. Exp Anim 42: 601–610.

98. TALLAFUSS A, GIBSON D, MORCOS P, LI Y, SEREDICK S, EISEN J, WASHBOURNE P (2012). Activación y desactivación de la función génica utilizando fotomorfolinos con sentido y antisentido en el pez cebra. Desarrollo 139: 1691–1699.

99.TAVARES B, JACINTO R, SAMPAIO P, PESTANA S, PINTO A, VAZ A, ROXO-ROSA M, GARDNER R, LOPES T, SCHILLING B, HENRY I, SAÚDE L, LOPES SS (2017). La señalización de Notch/Her12 modula la proporción de cilios móviles/inmóviles aguas abajo de Foxj1a en el organizador izquierdo-derecho del pez cebra. Elife 6: e25165.

100.THOMAS R, KANSO A, SEDOR JR (2008). Enfermedad renal crónica y sus complicaciones. Prim Care - Clin Off Pract 35: 329–344.

101.VARMA PP (2015). Prevalencia de la enfermedad renal crónica en la India: ¿hacia dónde nos dirigimos? Indio J Nephrol 25: 133–135.

102.VARSHNEY GK, BURGESS SM (2014). Recursos de mutagénesis y fenotipado en pez cebra para estudiar el desarrollo y la enfermedad humana. Breve función genómica 13: 82–94.

103.VARSHNEY GK, CARRINGTON B, PEI W, BISHOP K, CHEN Z, FAN C, XU L, JONES M, LAFAVE MC, LEDIN J, SOOD R, BURGESS SM (2016). Un flujo de trabajo de genómica funcional de alto rendimiento basado en mutagénesis dirigida mediada por CRISPR/Cas9-en pez cebra. Protocolo nacional 11: 2357–2375.

104.VARUGHESE S, ABRAHAM G (2018). Enfermedad renal crónica en la India. Clin J Am Soc Nephrol 13: 802–804.

105.VASILYEV A, LIU Y, MUDUMANA S, MANGOS S, LAM PY, MAJUMDAR A, ZHAO J, POON KL, KONDRYCHYN I, KORZH V, DRUMMOND IA (2009). La migración celular colectiva impulsa la morfogénesis de la nefrona renal Ed. Templo DL. PLoS Biol 7: e1000009.

106.VERLANDER JW (1998). Función Renal Normal y Alteraciones de la Función Renal en Estados de Nefrotoxicidad Ultraestructura Normal del Riñón y Tracto Urinario Inferior. Toxicol Pathol 26: 1–17.

107. Policía de Wilson (2011). Polaridad apico-basal en el epitelio de la poliquistosis renal. Biochim Biophys Acta - Mol Basis Dis 1812: 1239–1248.

108.WINGERT RA, DAVIDSON AJ (2011). La nefrogénesis del pez cebra implica cambios dinámicos de expresión espaciotemporal en los progenitores renales y señales esenciales del ácido retinoico e irx3b. Desarrollo Dyn 240: 2011–2027.

109.WINGERT RA, SELLECK R, YU J, SONG HD, CHEN Z, SONG A, ZHOU Y, THISSE B, THISSE C, MCMAHON AP, DAVIDSON AJ (2007). Los genes cdx y el ácido retinoico controlan el posicionamiento y la segmentación de los pronefros del pez cebra. PLoS Genet 3: 1922–1938.

110.YAKULOV TA, TODKAR AP, SLANCHEV K, WIEGEL J, BONA A, GROSS M, SCHOLZ A, HESS I, WURDITSCH A, GRAHAMMER F, et al., (2018). CXCL12 y MYC controlan el metabolismo energético para respaldar las respuestas adaptativas después de una lesión renal. Nat Commun 9: 1–15.

111. YAMAGUCHI T, HAMPSON SJ, REIF GA, HEDGE AM, WALLACE DP (2006). El calcio restaura un fenotipo de proliferación normal en células epiteliales de enfermedad renal poliquística humana. J Am Soc Nephrol 17: 178–187.

112.ZAGHLOUL NA, KATSANIS N (2011). Ensayos de pez cebra de ciliopatías. En Métodos en Biología Celular (Ed. Detrich HW, Westerfield M, Zon L. I). vol. 105. Prensa académica, págs. 257-272.

113.ZHAO C, MALICKI J (2007). Defectos genéticos de los cilios pronéfricos en el pez cebra. Desarrollo mecánico 124: 605–616.

114. ZHOU W, DAI J, ATTANASIO M, HILDEBRANDT F (2010). La nefrocistina-3 es necesaria para la función ciliar en los embriones de pez cebra. Soy J Physiol Physiol 299: F55–F62.

115. ZHOU W, HILDEBRANDT F (2012). Lesión de podocitos inducible y proteinuria en pez cebra transgénico. J Am Soc Nephrol 23: 1039–1047.

Para más información: david.deng@wecistanche.com WhatApp:86 13632399501