Abstracto

En este trabajo se desarrolla un dispositivo analítico microfluídico basado en papel (µPAD) para analizar la hidroquinona en cremas blanqueadoras faciales usando floroglucinol. El µPAD presenta una barrera hidrofóbica para la detección y se fabricó con una impresora de cera con papel cromatográfico Whatman. La detección se logró mediante colorimetría basada en la formación de un complejo naranja hidroquinona-floroglucinol. Se escaneó el producto de reacción coloreado formado en la zona de detección del µPAD, y las imágenes obtenidas se procesaron con el software Image-J para determinar su intensidad de color (valor RGB). Se llevó a cabo la optimización de las condiciones del proceso para lograr mediciones sensibles. Las condiciones óptimas que produjeron la máxima sensibilidad incluyeron una secuencia de adición de reactivos de floroglucinol → NaOH → muestra (hidroquinona), 1 µL de 0.5 por ciento de floroglucinol, 1 M NaOH y una reacción de 10-minutos. En condiciones óptimas, el µPAD produjo dos curvas de calibración lineales para hidroquinona en concentraciones de 10–100 mg/L (R2=0.9979) y 250–1000 mg/L (R2 = 0.9991). El método demostró una muy buena selectividad para el analito objetivo en presencia de propilenglicol y resorcinol con una validez satisfactoria y una recuperación promedio cercana al 100 por ciento. El µPAD propuesto es una técnica muy simple y económica para el análisis de hidroquinonas y podría aplicarse a muestras de cosméticos con resultados satisfactorios.

Según estudios relevantes, la cistanche es una hierba común conocida como "la hierba milagrosa que prolonga la vida". Su principal componente es el cistanosido, que tiene diversos efectos como antioxidante, antiinflamatorio y promotor de la función inmunológica. El mecanismo entre la cistanche y el blanqueamiento de la piel radica en el efecto antioxidante de los glucósidos de cistanche. La melanina en la piel humana se produce por la oxidación de la tirosina catalizada por la tirosinasa, y la reacción de oxidación requiere la participación de oxígeno, por lo que los radicales libres de oxígeno en el cuerpo se convierten en un factor importante que afecta la producción de melanina. Cistanche contiene cistanosido, que es un antioxidante y puede reducir la generación de radicales libres en el cuerpo, inhibiendo así la producción de melanina.

Haga clic en ¿Dónde puedo comprar Cistanche?

Para más información:

david.deng@wecistanche.com / WhatsApp:86 13632399501

Introducción

La determinación de hidroquinona en cosméticos se puede lograr a través de varios métodos, incluida la titulación redox, la cromatografía en capa fina [1], la espectrofotometría [4, 5], la espectrofotometría de inyección de flujo [6-8] y la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC ) [9,10]. Estos métodos, especialmente el último, son bien conocidos por ofrecer mediciones exactas y alta precisión y eficacia. Sin embargo, estos métodos también requieren un operador experto y no son portátiles; por lo tanto, no se pueden utilizar para mediciones in situ.

Materiales y métodos

Materiales y equipamiento.El equipo utilizado en este trabajo incluyó una impresora de cera (Xerox ColorCube 8580 DN-2 tipo T2B047382) para imprimir la barrera hidrofóbica en papel de cromatografía Whatman No. 1 (CHR, Whatman, GE Healthcare Life Sciences, UK) para el µPAD . Se usó una placa caliente para calentar la barrera de cera y tinta y permitir que penetrara a través del papel para producir una barrera perfecta para la zona de reacción. Se utilizó un escáner Canon PIXMA MP237 y el software Image-J para interpretar la intensidad del color de las imágenes capturadas en valores de rojo, verde y azul (RGB), que luego se convirtieron en un valor de absorbancia utilizando la Ley de Lambert-Beer modificada.

Optimización de métodos.Las condiciones de proceso del método µPAD propuesto se optimizaron para permitir mediciones sensibles.

Determinación de hidroquinona.La detección de hidroquinona en las condiciones óptimas determinadas en la Sección 2.3 se realizó de acuerdo con la Figura 2. En este esquema, se dejó caer 1 µL de 0.5 por ciento de floroglucinol en la zona de detección de µPAD. Se dejó reposar el dispositivo durante 5 min y luego se añadió 1 µL de solución de NaOH 1 M a la zona de detección. Se dejó reposar el dispositivo durante otros 10 minutos para que se secara, después de lo cual se consideró listo para usar. La detección de hidroquinona podría lograrse simplemente dejando caer 1 µL de la muestra en la zona de reacción del dispositivo µPAD, dejando reposar el papel durante 10 minutos y luego escaneando el producto de reacción naranja con un escáner Canon PIXMA MP273. La intensidad de color de las imágenes obtenidas se procesó en valores RGB utilizando el software Image-J y luego se convirtió en valores de absorbancia. La concentración de hidroquinona se determinó comparando la absorbancia obtenida con una curva de calibración estándar.

Selectividad del método.La selectividad del método µPAD hacia la hidroquinona en cremas blanqueadoras faciales se determinó mediante la obtención de mediciones de hidroquinona con y sin resorcinol y propilenglicol como compuestos de interferencia. Se agregaron varias concentraciones de resorcinol (0, 25, 50, 125 y 250 mg/L) a cinco matraces volumétricos de 10 mL que contenían 25 mg/L de hidroquinona y se diluyeron hasta la marca. La intensidad del color de estas soluciones se midió utilizando el mismo procedimiento para la determinación de hidroquinona (Figura 2), los valores RGB correspondientes se convirtieron en absorbancia y se calculó la recuperación de hidroquinona. Se repitió el mismo procedimiento para el propilenglicol con las mismas diversas concentraciones que el resorcinol. La diferencia en la concentración de hidroquinona obtenida entre soluciones con y sin los compuestos de interferencia se usó para calcular el porcentaje de error.

Validación del método.La validación del método se logró utilizando el µPAD para determinar la hidroquinona en dos muestras de cosméticos mediante la técnica de adición estándar. Se pesaron exactamente 0,10 g de las cremas blanqueadoras A y B y se disolvieron gradualmente con agua destilada en un vaso de precipitados de 50 mL. La solución se pasó a través de papel de filtro fino y el filtrado se filtró una vez más utilizando un filtro de jeringa. La solución filtrada se transfirió a un matraz aforado de 100 mL y se le añadió agua destilada hasta la marca. Posteriormente, la muestra se diluyó para obtener una concentración dentro del rango de la curva de calibración.

Resultados y discusión

Determinación de Condiciones Óptimas

Optimización de la Secuencia de Adición de Reactivos.El orden en que se colocan los reactivos en el µPAD puede influir en la formación del complejo floroglucinol-hidroquinona y en la sensibilidad de la medición de hidroquinona. La Figura 5 muestra que la secuencia A2 produce un color más intenso en la zona de detección de µPAD que la secuencia A1. Este hallazgo puede explicarse por la extensa transformación del floroglucinol en iones floroglucinol, que actúan como grupos nucleofílicos facilitando la formación del complejo deseado, promovido por la secuencia A2. Como se muestra en la Figura 5, la intensidad de las lecturas azules fue mucho mayor en comparación con las lecturas rojas y verdes. Además, las lecturas de azul se correlacionaron linealmente con la intensidad del color (o absorbancia) y la concentración de hidroquinona. Este hallazgo concuerda con los resultados de Kohl [30], quien encontró que se puede lograr una relación lineal entre la intensidad y la concentración mediante el uso de lecturas de color complementarias. Por lo tanto, se seleccionaron lecturas azules para medir la intensidad del color de las imágenes de µPAD en experimentos posteriores.

Optimización del Volumen de Floroglucinol.El volumen óptimo de floroglucinol podría producir la mayor intensidad de color del complejo floroglucinol-hidroquinona precisamente en el área de la zona de detección. Cuanto mayor sea el volumen de floroglucinol, mayor será la intensidad de color (absorbancia) del complejo, como se muestra en la Figura 6. La absorbancia determinada usando lecturas azules aumentó al aumentar el volumen de floroglucinol hasta 1 µL; sin embargo, los volúmenes de floroglucinol superiores a 1,2 µL hicieron que el complejo cruzara la barrera hidrofóbica, lo que podría conducir a resultados erróneos. Por lo tanto, se utilizó un volumen de floroglucinol de 1 µL para una mayor optimización.

Optimización de la Concentración de Floroglucinol.La absorbancia del complejo naranja de floroglucinol-hidroquinona aumentó inicialmente con la concentración de floroglucinol hasta {{0}}.5 por ciento y luego se estabilizó porque toda la hidroquinona formó completamente un complejo floroglucinol-hidroquinona (Figura 7) . Por lo tanto, el 0,5 por ciento se consideró la concentración óptima de floroglucinol.

Optimización de la Concentración de NaOH.La concentración óptima de NaOH proporciona una atmósfera alcalina adecuada para la formación de iones de floroglucinol cargados negativamente. El grupo hidroxilo (OH–) del NaOH puede atacar al hidrógeno en el grupo OH– del floroglucinol para formar un ión de floroglucinol, el cual, a su vez, podría atacar a la hidroquinona para formar un complejo heterocomplejo de floroglucinol-hidroquinona. La figura 8 revela que las concentraciones más altas de NaOH aumentan la intensidad del color de las imágenes de µPAD. La absorbancia más alta se obtuvo a una concentración de NaOH de 1 M. Por lo tanto, se utilizó NaOH 1 M para los experimentos posteriores.

Optimización del Tiempo de Reacción.El tiempo de reacción se optimizó para determinar el tiempo de escaneo más corto y evitar la degradación del color de los compuestos complejos. Un tiempo de reacción corto puede resultar en la formación incompleta del complejo floroglucinol-hidroquinona. Sin embargo, los tiempos de reacción prolongados pueden degradar el color complejo debido a la exposición a la luz y a una temperatura y un pH inadecuados. Un tiempo de reacción de 10 minutos produjo resultados óptimos con la máxima absorbancia (Figura 9). Este tiempo de reacción se utilizó para experimentos posteriores.

Mediciones de Linealidad y Curva Estándar.Bajo las condiciones óptimas obtenidas anteriormente (es decir, secuencia de inmovilización del reactivo A2, 1 µL de 0.5 por ciento de floroglucinol, NaOH 1 M y 10-minutos de reacción), el método µPAD usando 1 µL del muestra mostró diferencias claras en la intensidad del color ya que la concentración de hidroquinona varió de 10 mgL−1 a 1000 mg/L (Figura 10). Cuando los valores RGB de la intensidad del color de las imágenes obtenidas se convirtieron en valores de absorbancia y este último se representó en función de la concentración de hidroquinona, se obtuvieron muy buenas correlaciones (es decir, R 2 cercano a 1) en los rangos de concentración de 10– 100 mg/L (Figura 11-a) y 250–1000 mg/L de hidroquinona (Figura 11-b). Las imágenes µPAD presentaron colores con mayor intensidad bajo concentraciones altas de hidroquinona y menor intensidad bajo concentraciones bajas de hidroquinona. En otras palabras, cuanto mayor es la concentración de hidroquinona, mayor es la intensidad de color del complejo naranja floroglucinol-hidroquinona.

Según la Figura 11, la concentración de hidroquinona es proporcional a la intensidad de color de la imagen µPAD; específicamente, cuanto mayor sea la concentración de hidroquinona, mayor será el valor de absorbancia obtenido a partir de la intensidad de las lecturas azules. La curva estándar para la hidroquinona en concentraciones que van desde 10 mgL−1 a 100 mgL−1 proporcionó una ecuación de regresión lineal de y =  0.0004x más 0.0563 (R{{9 }}.9979). De manera similar, la relación entre la concentración de hidroquinona y la absorbancia dio una ecuación de regresión lineal de y=0.0001x más 0.0923 (R2=0.9991) a concentraciones de hidroquinona de 250–1000 mgL−1. En este trabajo, valores de R2 cercanos a 1 indican muy buenas correlaciones lineales entre concentración y absorbancia.

Selectividad del método.La selectividad del método µPAD se investigó añadiendo por separado resorcinol y propilenglicol, dos sustancias que suelen estar presentes en los cosméticos blanqueadores, a una solución estándar de hidroquinona. Como se muestra en la Tabla 1, la adición de resorcinol en concentraciones de 25, 50 y 125 mg/L no afectó significativamente las mediciones de hidroquinona obtenidas mediante el método µPAD. Este hallazgo está respaldado por el pequeño porcentaje de error generado (<10%). Hydroquinone measurements obtained following the addition of 250 mg/L resorcinol  (1:10) showed a slight increase, with a % error of  10.82%. The results of a t-test at the 95% confidence level showed that count (3.65) is greater than the table (2.92). Thus, the addition of resorcinol to a sample at amounts 10 times greater than the hydroquinone concentration can increase the measured concentration of the latter. The addition of propylene glycol at concentrations of 25, 50, 125, and 250   mg/L did not interfere with the measurement of hydroquinone concentration, as indicated by the low % error determined from the experiments.

Validación del método.La validez del método µPAD se evaluó mediante la detección de hidroquinona en dos tipos de cremas cosméticas blanqueadoras. Los resultados de la prueba de validación se presentan en la Tabla 2. El método µPAD mostró muy buena precisión y validez, respaldado por valores de recuperación en el rango de 95 por ciento a 105 por ciento, así como alta precisión (porcentaje RSD < 10 por ciento).

En resumen, el método µPAD propuesto en este trabajo proporciona una exactitud y precisión satisfactorias. Por lo tanto, el dispositivo fabricado se puede utilizar como un método alternativo para detectar hidroquinona en cosméticos de crema blanqueadora.

Conclusión

La hidroquinona en cremas blanqueadoras se puede determinar utilizando el μPAD propuesto, que se basa en la simple reacción de hidroquinona con floroglucinol en condiciones alcalinas para formar un complejo hidroquinona-floroglucinol naranja. Este método podría usarse para determinar concentraciones de hidroquinona en los rangos de 10–100 y 250–1000 mg/L. Aunque el µPAD desarrollado en este trabajo es menos sensible en comparación con otros métodos avanzados, implica un proceso simple y económico. El dispositivo μPAD propuesto se puede usar como un kit de prueba para controlar la hidroquinona en cremas blanqueadoras faciales con una exactitud y precisión bastante altas.

Expresiones de gratitud

Los autores agradecen al Departamento de Química de la Universidad de Brawijaya por facilitar esta investigación y a la Facultad de Ciencias de la Universidad de Brawijaya por brindar apoyo financiero a través de la Beca Doctoral 2020, DIPA-023.17.2.677512/2020, Contrato No. 32/UN10.F09/PN/2020.

Referencias

[1] Ortonne, JP., Bissett, DL 2008. Últimos conocimientos sobre la hiperpigmentación de la piel. J. Investig. Dermatol. Síntoma proc. 13: 10–14,

[2] Westerhof, W., Kooyers, T. 2005. Hidroquinona y sus análogos en dermatología: un riesgo potencial para la salud. J. Cosmet. Dermatol. 4(2): 55–9

[3] Couteau, C., Coiffard, L. 2016. Descripción general de los agentes blanqueadores de la piel: medicamentos y productos cosméticos Cosméticos. 3(27): 1–16,

[4] Elferjani, HS, Ahmida, NHS, Ahmida, A. 2017. Determinación de hidroquinona en algunas preparaciones farmacéuticas y cosméticas por método espectrofotométrico. IJSR. 6(7): 2219–2324,

[5] Sulistyarti, H., Sari, PM, Syamaidzar, Retnowati, R., Tolle, H., Wiryawan, A. 2020. Método de espectrofotometría indirecta para la determinación de hidroquinona en cosméticos basado en la disminución de cromo (VI)-difenilcarbazida Absorbancia. Conferencia de la OIO. Ser. Mate. ciencia Ing. 833(012047): 1–10,

[6] Fahmi, MI, Sulistyarti, H., Mulyasuryani, A., Wiryawan, A. 2019. Optimización de la inyección de flujo (FI): espectrofotometría para el análisis de hidroquinona. J. Aplicación pura. química Res. 8(1): 53–61

[7] Trenggamayunelgi, FS, Sulistyarti, H., Retnowati, R. 2019. Desarrollo de un método de espectrofotometría de inyección de flujo para la determinación de hidroquinona basado en la formación de un complejo de yodo y almidón azul. Conferencia de la OIO. Ser. Mate. ciencia Ing. 546(032031): 1–10, https://doi.org/10.1088/1 757- 899X/546/3/032031.

[8] Albhibani, MMO, Sulistyarti, H., Sabarudin, A. 2019. Inyección de flujo: espectrofotometría indirecta para el análisis de hidroquinona basado en la formación del complejo de fenantrolina de hierro (II). J. Aplicación pura. química Res. 8(3): 208–216

[9] García, PL, Santoro, MIRM, Kedor-Hackman, ERM, Singh, AK 2005. Desarrollo y validación de métodos espectrofotométricos de HPLC y UV derivados para la determinación de hidroquinona en preparaciones de gel y crema. J. Pharm. biomedicina Anal. 39(3–4): 764–768.

[10] Gimeno, P., Maggio, AF, Bancilhon, M., Lassu, N., Gornes, H., Brenier, C., Lempereur, L. 2016. Método HPLC-UV para la identificación y detección de hidroquinona, Éteres de hidroquinona y corticosteroides posiblemente utilizados como agentes blanqueadores de la piel en productos cosméticos ilícitos. J Chromatogr. ciencia 54(3): 343–352,

[11] Martinez, AW, Phillips, ST, Whitesides, GM, Carrilho, E. 2010. Diagnósticos para el mundo en desarrollo: dispositivos analíticos microfluídicos basados ​​en papel. Anal. química 82(1): 3–10

[12] Adkins, J., Boehle, K., Henry, C. 2015. Dispositivos microfluídicos electroquímicos basados ​​en papel. Electroforesis, 36(16): 1811–1824,

[13] Oh, JM, Chow, KF 2015. Desarrollos recientes en dispositivos analíticos electroquímicos basados ​​en papel. Anal. Métodos. 7(19): 7951–7960

[14] Mettakoonpitak, J., Boehle, K., Nantaphol, S., Teengam, P., Adkins, JA, Srisa-Art, M., Henry, CS 2016. Electroquímica en dispositivos analíticos en papel: una revisión. Electroanálisis. 28 (7): 1420-1436

[15] Yao, B., Zhang, J., Kou, TY, Song, Y., Liu, TY, Li, Y. 2017. Electrodos a base de papel para dispositivos flexibles de almacenamiento de energía. Adv. ciencia 4(7): 1700107

[16] Sriram, G, Bhat, MP, Patil, P., Uthappa, UT, Jung, HY, Altalhi, T., Kumeria, T., Aminabhavi, TM, Pai, RK, Madhuprasad, Kurkuri, MD 2017. Papel Dispositivos analíticos microfluídicos basados ​​en microfluidos para la detección colorimétrica de iones tóxicos: una revisión. Tendencias Anales. química 93: 212–227

[17] Morbioli, GG, Mazzu-Nascimento, T., Stockton, AM, Carrilho, E. 2017. Aspectos técnicos y desafíos de la detección colorimétrica con dispositivos analíticos microfluídicos basados ​​en papel (µPADs–A review. Anal. Chim. Acta. 970: 1–22

[18] Yu, JH, Ge, SG, Yan, M. 2014. Dispositivos basados ​​en laboratorio en papel que usan quimioluminiscencia y detección de quimioluminiscencia electrogenerada. Anal. Bioanal. química 406(23): 5613–5630

[19] Gross, EM, Durant, HE, Hipp, KN, Lai, RY 2017. Detección de electroquimioluminiscencia en dispositivos de microfluidos basados ​​en papel y otros económicos. química Electro. química 4 (7): 1594–1603

[20] Busa, LSA, Mohammadi, S., Maeki, M., Ishida, A., Tani, H., Tokeshi, M. 2016. Avances en dispositivos analíticos microfluídicos basados ​​en papel para el análisis de alimentos y agua. Micromáquinas. 7: 8

[21] Wisang, YF, Sulistyarti, H., Andayani, U., Sabarudin, A. 2019. Dispositivos analíticos microfluídicos basados ​​en papel (µPAD) para análisis de plomo mediante detecciones colorimétricas y a simple vista. Conferencia de la OIO. Ser. Mate. ciencia Ing. 546: 0320331–7

[22] Meredith, NA, Quinn, C., Cate, DM, Reilly, TH, Volckens, J., Henry, CS 2016. Dispositivos analíticos en papel para análisis ambiental. Analista. 141 (6): 1874–1887

[23] Yetisen, AK, Akram, MS, Lowe, CR 2013. Dispositivos de diagnóstico de punto de atención de microfluidos basados ​​en papel. Laboratorio. Chip. 13(12): 2210–2251

[24]Jeong, S.-G., Kim, J., Nam, J.-O., Song YS, Lee C.-S. 2013. Dispositivo analítico basado en papel para análisis de orina cuantitativo. En t. Neurourol. J. 17(4): 155–161

[25] Santhiago, M., Nery, EW, Santos, GP, Kubota, LT 2014. Dispositivos microfluídicos basados ​​en papel para aplicaciones bioanalíticas. Bioanálisis. 6(1): 89–106

[26] Rozand, C. 2014. Dispositivos analíticos en papel para pruebas de enfermedades infecciosas en el punto de atención. EUR. J. Clin. Microbiol. Infectar. Dis. 33(2): 147–156

[27] Xia, Y., Si, J., Li, Z. 2016. Técnicas de fabricación para dispositivos analíticos microfluídicos basados ​​en papel y sus aplicaciones para pruebas biológicas: una revisión. Biosens. Bioelectrón. 77: 774–789.

[28] Mahdiasanti, IW, Sabarudin, A., Sulistyarti, H. 2019. Determinación simultánea de BUN-creatinina como biomarcadores de la función renal en sangre utilizando dispositivos analíticos basados ​​en papel microfluídico, IOP Conf. Ser. Mate. ciencia Ing. 546 (032019): 1–9

[29] Fauziyah, N., Andini, Anneke, Oktavia, I., Sari, MI, Sulistyarti, H., Sabarudin, A. 2019. IOP Conf. Ser. Mate. ciencia Ing. 546 (032007): 1–8

[30] Kohl, SK, Landmark, JD, Stickle, DF 2006. Demostración de absorbancia usando análisis de imagen digital en color y soluciones coloreadas. J. Chem. Educ. 83(4): 644–646

Para más información: david.deng@wecistanche.com / WhatApp:86 13632399501